综述：重新审视甜叶菊中的“Morita II”假说：遗传瓶颈、 STEVIOGLYCOSIDE 的生物学特性及精准育种途径 Luis Alfonso Rodríguez-Páez, Alfredo Jarma-Orozco, Maria Ileana Oloriz-Ortega, Novisel Veitía Rodríguez

《Sci》：Revisiting the ‘Morita II’ Paradigm in Stevia rebaudiana: Genetic Bottlenecks, Steviol Glycoside Biology and Precision Breeding Pathways Luis Alfonso Rodríguez-Páez, Alfredo Jarma-Orozco, Maria Ileana Oloriz-Ortega and Novisel Veitía Rodríguez

　　摘要
甜叶菊（Stevia rebaudiana Bertoni）是一种具有战略重要性的多年生作物，因为它是不耐受糖苷（steviol glycosides）的主要植物来源，这类高甜度、无热量的甜味剂正日益受到全球食品和饮料行业的需求。尽管甜叶菊的种植面积迅速扩张，但其商业生产仍严重依赖于有限的遗传基础，尤其是依赖于通过无性繁殖的品种，如“Morita II”。由于其优越的Rebaudioside A成分和加工稳定性，“Morita II”长期以来一直被视为工业界的标杆。这种依赖性引发了人们对甜叶菊适应能力有限、遗传侵蚀以及长期育种进展受限的担忧。在这篇综述中，我们对甜叶菊的遗传多样性、甜叶苷的生物合成和调控机制，以及现有的传统和新兴的作物改良策略进行了全面而批判性的综合分析。与以往的综述不同，本文将驯化过程中的遗传瓶颈、野生种质的利用、代谢途径的调控、先进的分析表型技术以及精准育种方法有机地结合在一个系统化的框架中。我们探讨了野生种质、体细胞变异、多倍体技术、分子标记、组学辅助方法和无转基因基因组编辑作为拓宽甜叶菊育种基础的补充工具的作用，同时保持其工业质量标准。最后，我们提出了一份可持续遗传改良甜叶菊的综合路线图，将“Morita II”视为多样化策略中的一个基准，而非最终目标。

1. 引言
甜叶菊（Stevia rebaudiana Bertoni）属于菊科（Asteraceae）的多年生草本植物，因其叶片中能够积累高甜度且热量极低的甜叶苷（SGs）而受到全球关注[1,2]。主要的甜叶苷Rebaudioside A和Stevioside的甜度几乎是蔗糖的250-300倍，已成为低热量和无糖食品及饮料产品的关键成分[3]。过去三十年来，由于对天然甜味剂需求的增长以及主要国际市场对甜叶苷作为安全食品添加剂的认可，“Morita II”在亚洲、美洲和欧洲部分地区实现了商业化大规模种植[4]。然而，尽管地理范围迅速扩大和市场集中度提高，该作物的农艺表现仍然存在较大差异，并且高度依赖于基因型与环境之间的相互作用[6]。早期开花受光周期的影响、对水分胁迫和土壤条件的敏感性、中等生物量产量以及叶片和茎部病害的频发继续限制着许多生产地区的生产力和经济稳定性[7,8,9]。除了这些农艺限制外，当前甜叶菊面临的主要挑战还源于其极小的遗传基础。现代甜叶菊生产主要依赖于少数几种通过无性繁殖的品种，其中“Morita II”因其高Rebaudioside A含量和相对稳定的表现而成为行业标准[10,11]。然而，这种遗传一致性是由于严重的驯化过程造成的，只有极小部分的野生巴拉圭种群遗传多样性被捕获并通过无性繁殖固定下来[12,13,14]。基于SSR、ISSR和高通量基因分型方法的分子研究表明，优良品种仅保留了野生种群和地方品种中观测到的一小部分等位基因丰富度[12,14,15,16]。“Morita II”是通过针对巴拉圭种质的限制选择计划培育出来的，重点在于最大化Rebaudioside A的含量并确保表型的一致性以满足工业应用需求。类似成功品种的稀缺可能不仅反映了最初的选育过程的特异性，也体现了甜叶菊育种中无性繁殖的主导地位以及历史上重组育种策略的不足[17,18]。这种遗传侵蚀的农艺后果日益被视为限制甜叶菊长期适应性的潜在因素[15,16]。特别是，有人担心优良克隆品种对叶部病原体（如Sepodia steviae）和土壤传播真菌（如Agroathelia rolfsii）的反应，尤其是在潮湿和密集生产条件下[7,19,20]。来自拉丁美洲等特定生产系统的比较研究表明，“Morita II”可能比遗传多样性更丰富的品种更容易受到病害的影响，但这应被视为特定环境下的现象，而非所有甜叶菊种植区的普遍规律[20,21]。

与此同时，在理解甜叶苷的生物合成和调控机制方面也取得了显著进展。导致甜叶苷形成的质体萜类途径已被阐明，关键UDG糖基转移酶（如UGT74G1、UGT76G1和UGT85C2）被认为是决定糖苷组成和甜度的主要因素[4,10,11,12]。特别是，“Morita II”中UGT76G1的高表达解释了其相对于其他基因型更强的Rebaudioside A积累能力[11,12]。分析化学技术的进步，尤其是液相色谱与质谱联用技术，使得复杂糖苷混合物的准确和高通量分析成为可能，促进了代谢表型在育种和选择中的应用[14,15,21,22]。同时，多种育种和生物技术工具逐渐被应用于甜叶菊的改良中，包括传统选择和杂交、体外培养与微繁殖、体细胞变异的利用、诱导多倍体以及功能标记、组学辅助选择和基因编辑或基因激活系统[8,16,20,23,24]。高质量参考基因组和长读长基因组的可用性进一步加速了参与甜叶苷生物合成及其调控的候选基因的鉴定[11,16]。然而，这些方法大多尚未以统一的方式应用，往往缺乏旨在重建作物遗传基础的同时保持甜味剂市场所需工业质量标准的整体策略。在这篇综述中，我们全面而系统地回顾了甜叶菊改良的生物学、遗传学和技术基础：（i）分析了甜叶菊遗传瓶颈的起源及其农艺后果，特别强调了“Morita II”模型；（ii）总结了关于甜叶苷生物合成、调控和分析表征的当前知识；（iii）回顾了传统和现代育种策略，包括体外技术、多倍体和精准生物技术；（iv）讨论了将野生种质、功能基因组学和基因组编辑结合成连贯育种路线图的可能性。通过整合这些观点，我们旨在为这种战略性甜味作物的可持续遗传改良提供一个现实且前瞻性的框架。

2. 甜叶菊（Stevia rebaudiana）与“Morita II”模型
2.1. 甜叶菊的起源、驯化和全球传播
甜叶菊原产于巴拉圭东北部的Amambay地区及巴西南部相邻地区，在草地和森林边缘生态系统中以野生或半驯化形式存在[1,2]。几个世纪以来，当地的瓜拉尼（Guaraní）社区将其叶片作为天然甜味剂和药用植物使用，远早于其科学描述和商业开发[1,3]。20世纪初对其甜味成分的分离和化学表征标志着其科学和农艺驯化的开始[3]。20世纪中叶，日本首次系统尝试在原产地以外种植甜叶菊，随后逐渐扩展到其他亚洲国家、美洲地区，最近扩展到欧洲[4,5]。这种全球传播并未基于对物种自然遗传多样性的广泛采样，而是基于少数几个主要因其甜味特性和易于无性繁殖而选育的创始系[8,23]。因此，全球栽培的甜叶菊种质仅代表了野生巴拉圭种群遗传多样性的一个小部分[7,10,21]。重要的是，这种野生多样性并未消失，仍存在于自然和半驯化种群中，并通过原位和异地种质保存计划得到保护，尤其是在巴拉圭和巴西[10,21]。甜叶菊的驯化路径与大多数主要作物不同，后者通常经历了较长的重组和选择过程。在甜叶菊的情况下，近期的驯化、无性繁殖和针对甜叶苷组成的强烈定向选择导致少数优良基因型的快速固定以及有效种群规模的显著减少[10,11,21]。这一过程奠定了当前高度标准化但遗传上脆弱的生产系统的基础。

2.2. “Morita II”品种的发展和全球采用
在基于“Morita”选育的品种中，“Morita II”成为最具影响力和最广泛采用的商业选择品种，因此是本文的重点。该品种由日本Morita Kagaku Kogyo公司在20世纪70年代通过基于巴拉圭野生种质的克隆选择计划培育而来，目的是增加Rebaudioside A（Reb A）相对于Stevioside的比例[16,25]。这一目标出于感官考虑，因为Reb A具有更纯净的甜味和较少的苦味[1]。这种稳定的克隆品种后来以“Morita II”的名称商业化，具有相对理想的农艺特性（半直立生长、较大的叶片）、Reb A含量通常占叶片干重的3.5%-5.5%，以及改善的Reb A/Stevioside比例[3]。这些特点加上其高度的克隆一致性，使其特别适合大规模工业生产和加工，其中原材料的化学一致性是一个关键要求。1977年在日本商业化后，“Morita II”迅速成为包括美国、中国和多个拉丁美洲国家在内的多个地区的甜叶菊生产标准品种[26]。例如，在哥伦比亚，它在20世纪90年代中期取代了在当地种植条件下适应性较差的早期品种。然而，这一历史优势应在特定替代背景下进行解读，并不意味着“Morita II”在当前密集单一种植系统中普遍具有抗病性[19]。

2.3. “Morita II”表型的分子基础
在分子层面，“Morita II”的独特甜味特性与其甜叶苷生物合成最后阶段的调控密切相关。该品种中UGT76G1基因的高表达水平催化了Stevioside向Rebaudioside A的转化，从而使得代谢途径偏向于更甜、更少的苦味化合物[3]。比较转录组学和功能分析证实，关键UGT基因（包括UGT74G1、UGT76G1和UGT85C2）表达和/或等位基因组成的差异是不同甜叶菊品种间糖苷组成的主要决定因素[4,7,10,21]。在“Morita II”中，对高Reb A含量的定向选择似乎固定了这种途径的理想调控配置，解释了其长期在工业上的主导地位。然而，这种生化特化带来了遗传成本。基于SSR、ISSR和SNP数据集的分子标记分析表明，“Morita II”仅保留了野生巴拉圭种群中大约15%的等位基因多样性[10,21]。这种遗传基础的极端狭窄反映了创始基因型的有限数量以及随后数十年的严格无性繁殖。

2.4. “Morita II”的悖论：工业化标准化与遗传脆弱性
“Morita II”的全球成功体现了作物驯化和改良中的一个经典悖论：确保工业标准化的遗传一致性同时也产生了系统性脆弱性。一方面，单一且高度同质的品种的广泛采用简化了农艺管理、收获和工业加工，保证了稳定的甜味剂特性[4]；另一方面，它大大降低了作物的种群适应能力。比较研究表明，在某些环境和管理条件下，依赖高度同质的克隆品种可能会增加植保风险。特别是，有人担心“Morita II”可能更容易受到叶部病原体（如Seporia steviae）和土壤传播真菌（如Agroathelia rolfsii）的影响，特别是在特定研究和生产环境中[19,27,28,29]。这些发现具有相关性，因为它们说明了大规模克隆一致性可能会削弱作物的适应性。然而，这些证据应被理解为特定背景下的结果，而不是普遍性品种失败的决定性证明。从进化和育种的角度来看，像“Morita II”这样的克隆品种的有效种群规模非常小，根据分子数据估计通常不到150个个体[10]。这种有效种群规模的减少有利于基因漂变、有害突变的积累以及与适应性相关的性状的逐渐退化，即使在没有强烈外部压力的情况下也是如此[11,21]。

2.5 对未来甜叶菊改进的启示
“Morita II”的主导地位无疑加速了甜叶菊作为商业作物的全球采用，但同时也使生产系统陷入了狭窄的遗传范围内。要打破这种依赖性，需要通过引入野生种质、地方品种和新的育种群体来有意地、策略性地多样化甜叶菊的遗传基础，同时保持甚至提高市场要求的甜味剂质量标准。在这种情况下，“Morita II”更适合作为工业质量的参考标准，而不是甜叶菊改进的最终阶段。从这个角度来看，通过野生种质、预育种和基于重组的途径来扩大作物的遗传基础似乎是一种有前景的策略，可以作为当前品种模式的补充，而不仅仅是替代。因此，未来十年的挑战不一定是放弃“Morita II”，而是通过开发更多样化和具有更强适应性的高质量甜叶菊品种来减少对单一克隆标准的过度依赖。

3. 甜叶菊（Stevia rebaudiana）的遗传多样性
遗传多样性是任何作物物种适应潜力、进化韧性和育种进展的基础。对于甜叶菊这一具有相对较新且非典型驯化历史的物种而言，其当前的遗传变异结构是强烈奠基者效应、克隆繁殖和对甜菊苷组成的强烈定向选择的结果[30,31,32]。这种组合导致了一个悖论性的情况：一种全球成功的作物依赖于异常狭窄的遗传基础。

3.1 甜叶菊育种中的遗传瓶颈和奠基者效应
甜叶菊的商业化扩张超出了其原产地巴拉圭的范围，这依赖于非常有限的几种奠基者材料，其中大多数随后通过无性繁殖进行扩增[18]。这种人口统计历史导致了严重的遗传瓶颈，表现为栽培材料中的等位基因丰富度和有效种群规模急剧下降。基于SSR和EST-SSR标记的分子研究一致显示了较高的表观杂合度值，但这些值集中在有限的等位基因集合中，表明其多样性结构较浅且内部冗余[7]。例如，Cosson等人分析了145个基因型，每个位点平均有12个等位基因，并且多态性信息含量（PIC）很高，但仍然显示出栽培群体内的强烈遗传同质性和精英品种之间的分化有限[17,31,33]。这种模式反映了早期多样性捕获后长期的克隆固定现象。

高通量基因分型方法描绘了更加受限的图景。基于基因组测序（GBS）和ISSR标记的研究报告称，亚洲和美洲的商业收藏中的杂合度（He）值低至0.19–0.25， PIC值在0.18到0.32之间[10,21,34]。此外，比较分析表明，人工选择和无性繁殖可以使多态性水平相对于有性繁殖或野生来源的群体降低60%以上[21]。最显著的遗传狭窄例子之一是“Morita II”品种：根据多位点分子数据，其有效种群规模（Ne）估计不到150个个体，仅保留了野生巴拉圭种群中约15%的等位基因多样性[7]。这种极小的有效种群规模有利于基因漂变，限制了重组，并增加了长期近交衰退和突变负担的风险，即使在克隆繁殖系统中也是如此[13,19]。

3.2 扩宽甜叶菊基因库的遗传变异来源
要克服当前甜叶菊育种中的遗传狭窄性，需要识别并战略性地利用替代的变异来源。可以区分出三个主要的遗传新奇性储库：野生种质、体外诱导的体细胞克隆和表观遗传变异，以及有针对性的或半针对性的基因组干预。

3.2.1 野生种群和种质资源
来自巴拉圭和巴西南部的野生和半驯化的甜叶菊种群代表了未开发的遗传多样性的主要和最有价值的储备[31,35]。比较群体遗传学研究表明，地方品种和野生材料含有更高的等位基因丰富度以及许多商业品种中没有的私有等位基因。例如，Cosson等人报告阿根廷和古巴地方品种每个位点平均有3.7个私有等位基因，而精英品种只有1.8个[7]。野生巴拉圭种群与墨西哥或亚洲的栽培材料之间的遗传分化常数F_ST值超过0.35，表明在驯化过程中发生了深度分歧和显著的多样性丧失[7,36,37]。因此，在离体和原位种质库（如巴拉圭和巴西建立的库）中保护和系统地描述这种多样性是一个战略重点[36]。在马来西亚、巴西和安第斯国家等地区的额外调查显示，存在具有高遗传多样性和潜在有价值的农艺及代谢性状的材料，包括抗逆性、理想的植物结构以及不同的苷类谱型[30,38]。

3.2.2 体外培养诱导的体细胞克隆和表观遗传变异
体外培养和微繁殖虽然主要用于快速扩增精英基因型，但也构成了甜叶菊重要的遗传和表观遗传变异来源[4,39,40,41]。早期研究已经报告再生植物中的DNA甲基化模式发生了显著变化，高达26%的CpG/CHG位点显示出与供体植物不同的甲基化[41]。最近，自体四倍体品系的表观转录组分析显示，与甜菊苷生物合成相关的基因启动子区域中的m6A峰值增加了27–30%，表明在组织培养和多倍化过程中诱导了复杂的调控变异[42]。结构基因组变异似乎也在体外得到刺激。Cosson等人检测到克隆品系中转座元素的激活，表明在组织培养条件下突变率和基因组重构速率增加[7]。从表型角度来看，多项研究表明，13%到17%的再生植物在HPLC分析中显示出甜菊苷/Reb A比值和总苷含量的显著变化[4,39,40]。尽管必须仔细筛选这些变异以消除不良性状，但它们提供了一种无需有性重组就能局部扩大遗传和表型谱的实际途径。

3.2.3 新兴的基因组资源和有针对性的基因组操作
最近，使用太平洋生物科学（PacBio HiFi；美国门洛帕克）和牛津纳米孔技术公司（Oxford，英国）的长读长测序技术生成了高质量的甜叶菊参考基因组，开启了甜叶菊遗传学和育种的新阶段[11,43]。这些基因组组装使得能够精确识别和结构化地描述甜菊苷途径中的关键基因，包括UGT76G1、UGT85C2和UGT74G1，以及上游萜类生物合成基因。基于这些资源，已经报道了使用CRISPR系统的首批概念验证研究。例如，在原生质中使用无DNA的dCas9-VP64激活系统使UGT76G1的表达增加了约27倍，并同时激活了UGT85C2，旨在将代谢通量导向更高的rebudioside A积累[44]。虽然尚未报道针对ent-kaurene氧化酶或ent-kaurenoic酸羟化酶等酶的稳定敲除品系，但转基因过表达SrKAH已经产生了总甜菊苷含量增加高达88%的品系，且没有明显的发育劣势[45]。这些早期结果目前应被视为概念验证进展，而不是可以直接用于田间的育种成果。它们展示了基因组和表观基因组工程在微调代谢性状和生成甜叶菊新功能变异方面的潜力，但稳定的再生、多代评估和田间验证仍然有限，或者在某些情况下尚未报告。这一转化差距仍然是阻碍在作物中实际应用精准干预措施的主要瓶颈之一。

3.3 有限遗传多样性对甜叶菊农艺的影响
甜叶菊的遗传一致性在其植物保护方面表现得最为明显。在亚洲，商业苗圃中的叶部病害爆发率高达15%，而在欧洲和美洲，使用病害进展曲线下面积（AUDPC）作为定量指标记录了Septoria叶斑病的快速进展[28,46]。针对特定研究（特别是Septoria叶斑病）的详细定量证据表明，通常在高度均匀条件下种植的克隆品种“Morita II”显示出更高的AUDPC值和更快的病害进展速度[28]。在这些实验条件下，这转化为可测量的叶部损伤和甜菊苷产量的减少。尽管这些结果不应被普遍推广到所有环境中，但它们提供了一个重要的实证例子，说明狭窄的遗传背景如何增加易感性和降低抗病能力。

总的来说，当前甜叶菊的遗传基础既狭窄又在结构上脆弱，严重限制了长期的遗传增益和适应性。可以动员的主要多样性储备及其在育种方面的潜在贡献和限制在表1中进行了总结。

4. 甜叶菊的育种策略
甜叶菊的育种是一个特别具有挑战性的问题，因为它必须同时实现三个部分冲突的目标：（i）增加和稳定生物量产量；（ii）优化甜菊苷的组成和总含量；（iii）在历史上由克隆繁殖和强烈定向选择塑造的作物中恢复遗传多样性和适应能力[12,50]。在过去的几十年中，已经探索了广泛的育种策略，从传统的选择方案到先进的生物技术和基因组方法。

4.1 传统育种：选择、杂交和循环改进
早期的甜叶菊育种计划主要依赖于在异质种子来源群体中的表型选择，以及从受控或开放授粉中获得的分离后代的评估[25,50]。尽管甜叶菊是一种需要异交的植物，并具有孢子体自交不亲和系统，但由于种子产量低且不稳定、发芽率低、开花受环境影响强烈以及通过无性繁殖快速固定精英表型，性繁殖的利用一直受到限制[50]。尽管如此，多项研究表明，在有性繁殖群体中存在着重要的遗传变异性。定量分析显示植株高度、叶面积、干生物量和总甜菊苷含量的范围广泛，F_1和F_2后代中的rebaudioside A/stevioside比值也有显著的分离现象[7,50]。总苷含量和Reb A比例的广义遗传力估计通常在0.45到0.70之间，表明具有中等到高的遗传控制力和丰富的选择潜力[16,50]。基于半同胞和全同胞家族的循环选择方案被认为是一种实用的方法，可以在保持比纯克隆系统更广泛的遗传基础的同时逐步改进复杂性状[25,50]。在这些方案中，每个周期都会重新组合选定的个体，并同时鉴定出具有潜在直接释放用途或作为后续周期亲本的优良克隆。尽管长期实验数据仍然有限，但建模研究表明，只要保持足够大的有效种群规模，循环选择可以显著提高平均表现和遗传变异[7,50]。

4.2 生物技术方法：体外培养、多倍化和基因转化
体外培养在甜叶菊育种计划中发挥了双重作用：一方面作为快速和无病繁殖精英基因型的工具；另一方面作为新的遗传和表观遗传变异的来源[4,50]。基于节点片段、叶外植体及顶端分生组织的培养方案已针对多种栽培品种进行了优化，实现了足以用于大规模商业化生产的繁殖效率[50]。同时，体细胞变异（在第3节中讨论过，作为体外培养过程中诱导的遗传和表观遗传新颖性的来源）也被视为甜菊育种的辅助资源，尤其是在产生植物结构、生物量分配以及甜菊糖苷组成方面的探索性变异方面。诱导多倍体是另一种经典的甜菊改良生物技术方法，多项研究已经成功培育并鉴定了秋水仙素或奥瑞津诱导的自四倍体和混合倍体植株[47,48]。这些多倍体通常表现出叶片增大、茎秆粗壮的特征，在某些情况下其总甜菊糖苷含量也高于二倍体植株[47,48,49]。此外，最近的表观基因组分析显示，四倍体植株中的DNA甲基化和m6A RNA甲基化模式发生了广泛的重编程，尤其是在与萜类化合物和糖苷代谢相关的基因中，这表明其调控效应比单纯的基因剂量效应更为复杂[47]。然而，多倍化也可能对生育能力和生长速度产生负面影响，因此在实际应用前进行细致的表型筛选是必不可少的。

遗传转化在甜菊育种中主要被用作功能基因组学工具，而非直接的育种策略。通过稳定过表达诸如SrKAH（酮烯酸羟化酶）等途径基因，已培育出转基因植株，其总甜菊糖苷含量可提高80-90%，且无明显形态变化[12]。同样，也探索了异源表达调控基因和转录因子来调节萜类化合物代谢途径的流量[12]。尽管这些方法显著展示了甜菊糖苷生物合成的可操控性，但目前的调控限制和消费者接受度问题仍制约了它们在商业品种中的直接应用。

4.3. 迈向精准育种：分子标记、组学与基因组编辑
分子工具在甜菊育种中的逐步整合为更精确和基于知识的改良策略铺平了道路。已经开发并应用了多种DNA标记技术，包括RAPD、ISSR、AFLP、ScOt和SSR，用于种质资源鉴定、遗传多样性分析以及有限的亲本选择[7,50]。最近，针对甜菊糖苷途径相关基因的功能性标记（如UGT76G1）也被提出作为辅助选择（MAS）的工具，目的是改善糖苷组成而非总体含量[12]。高质量参考基因组和转录组数据集的可用性进一步加速了与关键性状相关的候选基因、调控元件及结构变异的鉴定[50]。这些资源为数量遗传位点（QTL）定位、全基因组关联研究（GWAS）和基因组选择方法提供了支持，尽管这些技术在甜菊育种中的应用仍处于初期阶段，但已经在许多其他作物中改变了育种程序。

基因组编辑技术，特别是基于CRISPR/Cas的系统，是甜菊育种工具箱中最新兴且具有潜在变革性的工具。尽管稳定基因敲除株尚未得到广泛报道，但使用无DNA的dCas9-VP64激活系统进行的概念验证实验已经证明了精确上调关键途径基因（如UGT76G1和UGT85C2）的可行性，从而显著增加了转录本丰度，并表明可以在不引入外源DNA的情况下精细调节糖苷组成[44]。在日益区分转基因作物与基因编辑作物的背景下，这类无转基因的方法可能特别适用于工业甜菊的改良。

从战略角度来看，甜菊育种的未来可能取决于这些方法的智能结合。传统的重组育种对于重建遗传多样性和产生新的等位基因组合至关重要，而分子和基因组工具则能大幅提高选择效率和精度。在这一整合框架下，目标不仅是进一步优化现有的克隆品种，还要设计出能够适应多种生产环境的遗传多样、耐逆且高质量的新品种。

5. 甜菊糖苷：生物合成、调控与代谢工程
甜菊糖苷（SGs）是Stevia rebaudiana的决定性代谢特征，也是其经济价值的生化基础。迄今为止已鉴定出40多种结构相关的SGs，它们在糖基团的数量、类型和连接位置上存在差异[49,53]。其中，斯蒂维奥糖苷（Stevioside）和雷博迪奥斯糖苷A（Rebaudioside A, Reb A）在大多数商业品种的叶部糖苷组成中占主导地位，合计占总SG含量的70-90%[54]。因此，理解这一途径的生物合成机制、调控机制及其可塑性是任何合理改良策略的核心。

5.1. 甜菊糖苷生物合成途径
甜菊糖苷的生物合成整合了叶绿体中的甲基erythritol磷酸（MEP）途径与细胞质和内质网中的萜类化合物代谢及糖基化反应[1,45]。早期步骤与赤霉素生物合成相似，涉及通过MEP途径将丙氨酸酸（pyruvate）和甘油醛-3-磷酸（glyceraldehyde-3-phosphate）转化为异戊二烯二磷酸（IPP）和二甲基烯丙基二磷酸（DMAPP），随后形成香叶基香叶基二磷酸（GGPP）[45]。GGPP随后通过ent-copalyl二磷酸合成酶（CPS）和ent-kaurene合成酶（KS） cyclised生成ent-kaurene，再经过一系列细胞色素P450单加氧酶（包括ent-kaurene氧化酶（KO）和酮烯酸羟化酶（KAH）的氧化作用生成甜菊糖[1,2]。最后，甜菊糖在C13和C19位点由一组UDP依赖的糖基转移酶（UGTs）进行糖基化，从而形成甜菊叶片中的多种甜菊糖苷[1,55]。在这些酶中，UGT85C2催化C13位的第一次糖基化反应，UGT74G1在C13位添加第二个葡萄糖基团，而UGT76G1则负责将斯蒂维奥糖苷转化为雷博迪奥斯糖苷A[1,55]。这些UGT的相对活性和表达水平是决定总SG含量和糖苷组成的关键因素。附录A（表A1）提供了甜菊糖苷生物合成途径的全面概述，包括主要酶、相应基因、亚细胞定位及功能作用。

5.2. 糖苷积累的遗传和调控控制
转录组学和表达分析表明，S. rebaudiana叶片中SGs的积累在转录水平上受到严格调控，并表现出强烈的发育和基因型特异性[1,56,57]。特别是‘Morita II’品种的高Reb A含量与其UGT76G1的高表达密切相关，这导致代谢流从斯蒂维奥糖苷转向更甜的糖苷[10,58]。除了UGTs之外，MEP和萜类化合物途径中的多个上游基因（包括DXS、DXR、CPS、KS、KO和KAH）也被证明在过表达或差异调控时会影响总SG的积累[3,59]。例如，SrKAH的转基因过表达可使总SG含量增加高达88%，表明甜菊糖的供应可能是该途径的限速步骤[60]。控制SG生物合成的调控网络尚未完全明了，但现有证据表明MYB、bHLH和WRKY家族的转录因子以及DNA甲基化和RNA甲基化过程参与了调控[11,61,62]。后者在多倍体和组织培养来源的植株中尤为重要，因为在与萜类化合物代谢相关的基因中观察到了广泛的表观基因组重编程[63]。环境因素也会影响SG的积累和组成，光照强度、光照周期、氮素供应和水分状况都会通过影响光合产物供应和基因表达模式来影响总SG含量及各糖苷的相对比例[2,64]。这种强烈的基因型×环境相互作用强调了将代谢表型分析整合到多环境育种试验中的必要性。

5.3. 甜菊糖苷分析平台
准确且可重复的甜菊糖苷定量是基础研究和育种应用的前提。高效液相色谱（HPLC）结合紫外或二极管阵列检测长期以来一直是SG分析的标准方法，并仍被广泛用于常规筛选[1,65,66]。然而，随着育种材料复杂性的增加和需要检测微量糖苷的需求，更先进的技术被逐步采用。超高效液相色谱与串联质谱（UHPLC–MS/MS）结合的技术提供了更高的灵敏度、分辨率和通量，能够在单次实验中同时定量15种以上的糖苷[67]。亲水相互作用液相色谱（HILIC）和二维液相色谱方法进一步改善了紧密相关的糖苷异构体的分离[14,56]。此外，还有诸如环境质谱、基于LC数据校准的近红外光谱（NIRS）甚至基于纳米孔的传感技术等新兴分析平台正在被探索，作为快速、低成本的育种群体表型分析工具[68]。将这类高通量表型分析与基因组和转录组数据相结合，有望显著加速甜菊中基因型-代谢产物关联的鉴定。

5.4. 代谢工程与合成生物学方法
除了传统育种方法外，代谢工程也被积极探索用于优化SG的生产和组成。在植物体内，包括上述的途径基因稳定过表达，以及调控基因和转运过程的操控[3,59]。然而，监管和社会限制限制了转基因甜菊品种在许多市场的商业化应用。与此同时，微生物和植物表达系统中异源生产甜菊糖苷成为补充策略。经过工程改造的酵母和大肠杆菌菌株能够产生具有工业意义水平的甜菊糖苷及其他糖苷，为基于发酵的生产平台打开了大门[44]。虽然这些系统主要针对甜味剂行业，但也提供了研究途径调控和酶功能的强大实验平台。从作物育种的角度来看，最有前景的方向可能是代谢工程与精准育种的结合。基因组编辑和基因激活技术可以在不引入外源DNA的情况下精细调节精英遗传背景下的内源途径基因，从而结合代谢工程的可预测性与非转基因方法的调控优势[12]。此类策略能够实现目标性的糖苷组成调整，例如增加下一代甜味剂（如Rebaudioside D和M）的比例，同时保持或提升农艺性能。

6. 微繁殖与克隆应用
Stevia rebaudiana的商业成功与克隆繁殖系统的广泛采用密切相关，这些系统确保了遗传一致性、快速繁殖和种植材料的化学稳定性[14,69]。在以少数优良基因型（尤其是‘Morita II’为主的作物中，微繁殖不仅是一种繁殖技术，更是从苗圃建立到工业化生产整个链条的结构性组成部分。本节并不旨在提供所有已发表的Stevia rebaudiana微繁殖方法的详尽列表，而是根据其对育种流程、克隆扩繁能力、植物健康质量以及体外繁殖与甜菊糖苷相关性结果的相关性进行了筛选。

6.1. 体外繁殖系统与扩大规模
早期的甜菊微繁殖方案基于在Murashige和Skoog（MS）培养基上添加细胞分裂素（如BAP或kinetin）培养的节点片段和顶端分生组织，实现了较高的枝条繁殖率和可靠的生根效果[41,70,71]。后续的优化工作探索了替代的外植体（叶盘、节间）、生长调节剂组合和临时浸没生物反应器系统，以进一步提高繁殖效率并降低成本[72,73,74]。临时浸没系统（TIS）和其他液体培养平台特别适用于大规模繁殖，能够更好地控制养分吸收和气体交换，显著增加单位时间产生的小苗数量[72,74]。有些系统甚至报告了每个外植体每个继代周期可产生超过10-12株枝条的繁殖率，使微繁殖在中型商业操作中具有经济可行性[69,72]。适应仍然是微繁殖流程中的关键步骤，尽管甜菊小苗在转移到体外条件时通常具有较高的存活率，但仍需严格控制湿度和光照强度及基质组成，以减少损失并确保均匀的田间定植[14,71]。

6.2. 植物健康质量与清洁植物计划
微繁殖的主要优势之一是可以生产无病原体的种植材料。分生组织培养和热疗法-based的消毒方案已成功应用于消除系统性病原体，建立了优质的甜菊品种种子库[69,75]。这对于易受叶部和土壤传播病害影响的作物尤为重要，因为使用受感染的种植材料可能会迅速破坏整个生产周期[69]。因此，多个国家已将甜菊微繁殖纳入更广泛的清洁植物或认证苗圃计划中，确保从最初的体外种子库到最终田间种植的小苗之间的可追溯性和植物健康质量[69,76]。在这样的系统中，微繁殖不仅仅是一种扩繁工具，更是疾病管理和生产稳定性的核心支柱。6.3 遗传稳定性、体细胞变异和质量控制尽管组织培养具有许多优势，但克隆繁殖在遗传上并不中立。如第3节所讨论的，体外培养可以诱导遗传和表观遗传变化，这些变化统称为体细胞变异[75,76]。在甜菊中，分子分析发现长期培养的品系中出现了可移动元件的激活、DNA甲基化模式的变化以及偶尔的结构基因组重组[69,75]。从生产角度来看，这把双刃剑：一方面，体细胞变异可以产生具有改变的甜菊糖苷谱或改良农艺性状的新型表型，这些可以作为育种材料[14,69]；另一方面，不受控制的变异可能会损害行业所需的均匀性和质量标准，尤其是当目标是忠实复制某个品种（如‘Morita II’）时[69,76]。因此，现代甜菊微繁殖系统越来越多地纳入了分子和生化质量控制步骤。使用SSR或SNP标记来验证遗传身份，并结合定期的HPLC或LC–MS分析甜菊糖苷谱，可以在大规模田间推广之前及早发现异常个体和代谢偏差[69,76]。由于克隆推广对于快速传播仍然不可或缺，体外平台不仅需要评估其扩繁效率，还需要评估其遗传保真度以及相关情况下的化学类型稳定性。表2总结了有关Stevia rebaudiana的基础培养基、生长调节剂组合和形态发生结果的详细信息。表2. 与克隆扩繁和育种流程相关的Stevia rebaudiana基础培养基、生长调节剂组合和形态发生反应。数据来源于原始资料，并根据其在扩繁、生根、伸长和愈伤组织诱导方面的相关性进行了选择；如有必要，还标明了甜菊糖苷（SG）的结果。

6.4 区域和工业规模的克隆推广在许多甜菊生产区，特别是在亚洲和拉丁美洲，微繁殖已成为商业种植材料的主要来源[13,73,74,76]。这使得栽培面积迅速扩大，并促进了具有可预测性能和质量的优良品种的传播。然而，大规模克隆推广遗传上均匀的材料也加剧了第2节和第3节所讨论的系统风险。广泛的单克隆种植园增加了生产系统对新兴病原体和意外环境压力的脆弱性，这一点在其他通过克隆方式繁殖的作物（如香蕉、土豆和木薯）中也反复观察到[80,81]。因此，从战略角度来看，微繁殖应被视为一种强大的支持技术，而不是遗传多样化的替代品。在一个前瞻性的育种框架中，它对于新品种的快速扩繁和传播仍然是不可或缺的，但这些品种理想上应代表多样化的基因型组合，而不仅仅是单一克隆系的连续世代。

7. 用于多样性分析和育种的分子工具从描述性育种向预测性和设计导向育种的转变，在Stevia rebaudiana中至关重要，这取决于分子和基因组工具的可用性和智能使用。在过去的二十年里，各种标记系统和组学平台逐渐被引入甜菊研究，为遗传多样性、群体结构以及关键农艺和代谢性状的分子基础的分析提供了前所未有的分辨率[4,15,40,82]。

7.1 用于遗传多样性和种质鉴定的DNA标记系统早期甜菊的分子研究依赖于RAPD和ISSR等显性标记系统，这些系统提供了一种快速且经济有效的方法来评估栽培和野生种群的遗传变异[4,15,36]。这些方法一致显示出野生种质中存在中等到高水平的多态性，而优良品种中的多态性则明显较低，从而为前几节讨论的驯化瓶颈提供了首个定量证据[4,15,82]。随后，开发出了更稳健和信息量更大的标记系统，包括AFLP、SCoT，以及最重要的简单序列重复（SSR）和表达序列标签衍生的SSR（EST-SSR）[7,83,84,85]。由于其高多态性、共显性遗传和可重复性，SSR已成为甜菊多样性研究的参考标记。基于15-20个SSR位点的大规模调查揭示了野生种质、地方种质和栽培材料之间的明显遗传结构差异，并能够估计关键的群体遗传参数，如等位基因丰富度、预期杂合度和有效群体大小[5,36,85,86]。除了多样性评估外，SSR及相关标记还被用于克隆身份验证和苗圃质量控制，有助于在商业繁殖系统中检测异常个体和意外混合[36,85]。附录B（表A2）提供了Stevia rebaudiana中主要分子标记系统的比较概览，以及它们的典型应用和分析范围。

7.2 功能标记和候选基因方法虽然中性标记对于描述群体结构非常有价值，但育种决策最终需要直接控制目标性状的位点的信息。在甜菊中，随着对甜菊糖苷生物合成途径的逐步阐明，开发出了与关键酶（特别是UDP-糖基转移酶）相关的功能或基因靶向标记[34,87]。例如，UGT76G1基因的多态性与分离群体和多样化种质面板中的糖苷谱有关[87]。这些标记可用于标记辅助选择（MAS）方案，预先筛选出更有可能表达有利甜味剂谱型的幼苗，从而减少广泛的生化表型鉴定所需的时间和成本。类似的候选基因方法也被提出用于上游途径基因（如CPS、KS、KO和KAH），以及通过转录组分析鉴定的调控基因[1,44,45]。尽管甜菊中的MAS仍处于早期阶段，但这些发展为更精确和高效的育种过程奠定了基础。

7.3 高通量基因分型、组学和系统级方法下一代测序（NGS）技术的出现极大地改变了甜菊遗传分析的规模和范围。基于测序的基因分型（GBS）及相关减少表示方法现在能够同时检测基因组中的数千个SNP，为群体结构分析和基因型-表型关联的检测提供了比传统标记系统更高的分辨率[88,89,90,91]。同时，转录组、蛋白质组和代谢组数据集变得越来越容易获得，特别是针对叶片组织以及不同的基因型或发育阶段[92,93,94]。这些组学资源在识别与甜菊糖苷积累和胁迫响应相关的差异表达基因、共表达网络和调控模块方面发挥了重要作用。下一步是将这些信息层次整合到系统级框架中。如数量性状位点（QTL）映射、全基因组关联研究（GWAS）以及最终的全基因组选择（GS）等方法提供了从单基因预测到复杂性状（如总糖苷含量、生物量产量和疾病耐受力）预测的可能性[51,90,95]。尽管这些方法在甜菊中尚未得到广泛应用，但高质量参考基因组和密集标记数据集的最新可用性使得它们在不久的将来在技术上可行[11,43,51,52]。

8. 从分子诊断到预测性育种从战略角度来看，分子工具不应被视为孤立的技术，而应视为综合育种流程的组成部分。中性标记对于管理和扩大遗传多样性至关重要，功能标记可以加速关键质量性状的固定，而全基因组标记和组学数据最终可以支持跨环境的性能预测模型。在甜菊的背景下，这种综合方法尤为重要，因为它考虑到历史上对克隆繁殖的过度依赖，以及迫切需要重建一个更加多样化和有弹性的遗传基础。通过将传统的基于重组的育种与现代分子诊断和预测工具相结合，应该可以从当前的克隆优化范式转变为真正进化的、可持续的改进策略。综合来看，这些方法构成了一个涵盖克隆身份控制、多样性管理、位点发现、预测建模和精确干预的集成工具箱。为了清晰起见，表3总结了目前支持甜菊改进的主要分子、基因组和分析平台，以及它们的决策支持作用、先决条件和局限性。表3. 用于重建Stevia rebaudiana遗传基础和实现精确育种的分子、基因组和分析工具箱。这些方法按主要支持的育种决策组织起来，从克隆身份控制和多样性管理到位点发现、基因组预测和精确干预。

8. 一个综合模型：从基因型到甜度Stevia rebaudiana的生物学和农艺表现源于遗传变异、调控网络、代谢途径和环境调节之间的复杂层次相互作用。如前几节所述，仅考虑孤立基因或性状无法理解或改善甜菊糖苷积累、产量、胁迫耐受性或疾病抗性。相反，甜菊应该被视为一个综合的生物系统，在这个系统中，基因型、表观遗传状态、转录调控、代谢通量和生理过程紧密相连[11,42,52]。在这个框架中，化学分析（HPLC/UHPLC–MS/MS）和遗传身份验证（SSR/SNP）应被视为强制性的释放标准，而不是辅助的分析步骤[36]。这种综合模型的价值不仅仅是描述性的。它为甜菊改进提供了一个决策支持框架，在该框架中，每个层次都贡献了独特的育种功能：多样性输入扩展了可用的等位基因库；调控和代谢分析有助于识别可控制的甜味剂质量、适应性和抗性决定因素；精确干预提高了选择或性状修饰的效率和特异性；而田间验证确保候选材料在大规模推广前在现实的生产条件下得到评估。从这个意义上说，该框架旨在支持从围绕狭窄遗传基础的克隆优化向更加多样化和基于证据的迭代育种策略的转变。传统的基于单一性状逐步叠加的方法——例如更高的 Reb A 含量、更大的叶片或延迟开花——如果不在同时解决作物的基础系统结构和遗传基础问题，那么它们不太可能带来稳定的长期收益 [12,16,25,50]。相反，育种应该着眼于系统设计，即构建这样的基因型：基因组层足够多样化，以提供适应性潜力和缓冲能力；调控层得到调整，以确保关键代谢途径的稳健而灵活的表达；代谢层经过优化，既能高效产生所需的糖苷，又能有效利用资源；生理层能够在多变的环境中支持稳定的生物量生产。实际上，这意味着需要结合基于经典重组的育种方法（第4节）与分子诊断和精准干预技术（第5节和第7节），而不是单独依赖任何一种方法。8.4. 从基因型到甜度的概念性路线图在这个模型中，遗传多样性设定了生物学上可能的边界，调控网络决定了在特定环境下这种潜力的实现程度，而代谢途径则将调控状态转化为可测量的化学产物。环境因素和管理实践对每一层都有影响，这进一步强调了进行多环境及系统级评估的必要性。图1将这一综合框架总结为一个循环的、系统级的育种模型，其中多样性探索、调控和代谢研究以及基于田间的多环境表型分析通过精准生物技术中心相互连接。重要的是，化学分析（HPLC/UHPLC–MS/MS）和遗传身份鉴定（SSR/SNP）被视为强制性的释放标准，而不是辅助分析步骤，以确保在大规模应用之前化学型和克隆完整性得到保障。图1. 薄荷糖的五步综合育种框架。该模型被组织为一个序贯改进途径，从第一步“多样性输入”开始，其中包括野生种质、地方品种和“Morita II”克隆作为变异和育种参考材料的主要来源。第二步“调控和基因组层”总结了影响性状表达的主要分子决定因素，如转录因子（例如 MYB 和 WRKY）、DNA 甲基化以及 miRNA 介导的调控。第三步“代谢和表型输出”将这种调控架构转化为途径活性、甜菊糖苷积累和可测量的表型结果，并通过 HPLC–MS/MS 等分析方法加以支持。第四步“精准育种干预”整合了多组学分析、标记辅助选择和基因组编辑作为定向改进的互补工具。第五步“田间验证和反馈”通过部署、农艺评估以及面向产品的验证来闭合这个循环，将性能信息反馈到后续的育种决策中。整个框架展示了如何将多样性动员、分子调控、代谢表型分析和精准干预整合成一个迭代策略，以培育出更具适应性、可追踪性和高质量的商品。实线箭头表示框架的主要方向流，虚线箭头和虚线轮廓则表示模块之间的迭代、反馈或概念性关系。颜色差异用于区分模型的主要功能组成部分。这样的框架不仅提供了当前知识的概念性综合，也为未来的研究和育种工作提供了实用指南。它强调了仅优化“Morita II”类基因型的局限性，以及薄荷糖种植的长期可持续性依赖于向遗传多样化且系统设计的基因型转变的必要性。9. 未来展望和研究空白尽管在过去二十年间，人们对薄荷糖的生物学、代谢及其改良取得了显著进展，但这种作物仍处于一个矛盾的境地：它已在全球范围内商业化，但科学上的研究尚不充分，遗传基础也尚未得到充分探索。为了从基于克隆优化的系统转向基于进化韧性和预测性育种的系统，必须解决几个关键的知识空白和战略挑战。9.1. 重建遗传基础：从种质探索到育种前也许最紧迫和结构性的挑战是对薄荷糖遗传基础的系统重建。尽管巴拉圭及其邻近地区的野生种群已被反复确定为未开发多样性的来源，但它们在育种计划中的代表性仍然很低 [31,49,99,100]。在全球范围内，仍然缺乏全面的、协调的种质探索、收集、保护和特征化工作。未来的研究应优先开发能够以最少数量的材料捕获最大等位基因和表型多样性的核心数据库，然后通过育种前计划将这些多样性导入农艺上可利用的遗传背景中。这样的计划在主要作物中已是常规做法，但在薄荷糖领域仍处于起步阶段。没有这一步基础，所有下游的分子和生物技术工具将在严重受限的遗传基础上运作。9.2. 从单一参考基因组到薄荷糖泛基因组最近高质量参考基因组的可用性是一个重要的里程碑 [11,43,52]，但它也暴露了一个新的局限性：单一参考基因组无法捕捉到具有强烈驯化瓶颈和地理结构化野生种群的物种的所有结构和存在-缺失变异。一个未解决的重大问题是，当前野生收藏、地方品种和育种材料中到底包含了多少 S. rebaudiana 泛基因组，以及还有多少功能相关的变异尚未被捕捉到。目前无法可靠地量化这一点，因为广泛的薄荷糖多线泛基因组资源仍在发展中。因此，确定已经保存的结构和可丢弃的基因组多样性比例——并识别仍缺失的部分——应被视为未来种质管理和育种设计的战略重点。构建包含多种野生、地方和优良基因组的薄荷糖泛基因组，将有助于识别核心基因和可丢弃基因、结构变异以及特定谱系的适应性。这些信息对于理解代谢多样性、抗逆性和抗病性的遗传基础，以及设计有针对性的等位基因挖掘和导入策略至关重要。9.3. 解析复杂性状：超越甜菊糖苷途径迄今为止，研究主要集中在甜菊糖苷的生物合成途径上，这是可以理解的，因为经济原因。尽管这种局限性并非薄荷糖所独有，许多作物也如此，特别是那些依赖狭窄育种基础或市场驱动的性状优先选择的作物，但 S. rebaudiana 是一个特别典型的例子，其中代谢特化和工业标准化的发展速度超过了遗传多样化的速度。然而，作物的长期可持续性取决于更广泛的性状，包括生物量积累、物候稳定性、根系结构、养分利用效率和多重抗逆性。这些性状本质上是多基因的，并受到基因型×环境交互作用的强烈影响。对其遗传解析将需要实施多环境试验、高通量表型分析平台和综合统计框架（如 GWAS 和基因组选择）。如果没有这种转变，育种工作将主要局限于狭窄的代谢生态位。9.4. 精准育种实践中的技术和监管挑战基因组编辑和基因激活技术为精细操作内源基因提供了前所未有的机会 [44,103]，但仍存在一些实际挑战。在技术层面，仍需要针对多种薄荷糖遗传背景的高效且基因型独立的转化和再生系统 [15,104,105,106]。在监管层面，基因编辑作物的接受度和法律地位在不同国家之间存在很大差异，并且仍在变化中 [103,107]。因此，未来的研究应同时追求（i）开发稳健的、无转基因的编辑和传递系统，以及（ii）使育种策略符合监管和社会期望，包括透明度、可追踪性和风险评估。9.5. 整合组学、环境和管理：走向预测性农业最后一个总体性挑战是将遗传和分子知识与环境及农艺维度相结合。甜菊糖苷积累、生物量产量和疾病动态都受到光照、温度、水分和养分可用性的强烈调节 [46,108,109]。然而，大多数遗传研究仍在进行高度控制或有限条件下的实验 [109,110,111]。薄荷糖改良的未来在于基于预测的、系统化的农业，其中基因组、转录组和代谢组数据与环境协变量及作物模型相结合，以预测不同情景下的表现。从可持续性的角度来看，这种整合不仅对于提高预测准确性至关重要，也有助于开发更具韧性、资源效率更高且不易受疾病爆发和环境不稳定影响的品种组合和管理策略。在这个意义上，预测性薄荷糖育种应被视为向可持续农业转型的一个部分，在这种转型中，遗传多样化、提高的投入利用效率和更具情境针对性的决策成为核心目标，而不是次要结果。实现这一目标需要遗传学家、生理学家、病理学家、农学家和数据科学家之间的跨学科合作。10. 结论在短短几十年内，薄荷糖已从一种当地使用的民族植物资源发展成为一种全球战略性作物，用于生产天然、非热量的甜味剂。栽培薄荷糖的变异性的减少在一定程度上是近期驯化结合长期克隆繁殖的结果。然而，在 S. rebaudiana 中，这种狭窄化显得尤为严重，因为商业生产高度集中在少数几个优良基因型上，尤其是“Morita II”，从而限制了适应性广度、长期育种灵活性和系统级韧性。在这种情况下，遗传一致性促进了工业标准化，但也加剧了对植物保护脆弱性和基于多样性育种进展长期限制的担忧。通过整合种群遗传学、分子生物学、生物化学、生理学和育种科学的证据，我们认为薄荷糖改良面临的主要挑战不是代谢方面的，而是遗传和系统方面的。甜菊糖苷途径现在已经相对清楚，也有强大的分析和分子工具可以微调糖苷谱型。然而，如果不刻意努力重建和重构作物的遗传基础，这些工具将继续在严重受限的设计空间内运作。因此，薄荷糖的可持续未来需要一种范式的转变：从对少数几个优良克隆的逐步优化转向构建遗传多样化、具有韧性和进化稳定性的育种群体。然而，这种转变也伴随着遗传分离的经典风险，特别是当需要同时改善甜味剂质量、农艺性能和适应性时，可能会部分破坏有利的优良性状组合。因此，基于重组的薄荷糖育种应伴随仔细的反复选择、稳健的表型分析，并在可能的情况下，通过标记辅助恢复和克隆固定优良重组体。这意味着需要战略性地动员野生种质、建立育种前管线，并将基于经典重组的改良与现代分子诊断、组学平台和精准生物技术相结合。在这个框架中，基因组编辑、基因激活和代谢工程不应被视为孤立的技术解决方案，而应被视为旨在重塑多样化遗传景观中的调控网络和代谢流的更广泛系统设计方法的组成部分。同样，微繁殖和克隆部署对于快速传播仍然是不可或缺的，但必须服务于动态和多样化的品种组合，而不是维持遗传单一栽培。最终，薄荷糖作为战略作物的长期成功将取决于科学和育种界能否超越“Morita II 模式”，并采纳一种真正综合的作物改良愿景——一种结合遗传多样性、系统级理解和精准干预的协调一致且具有前瞻性的策略。通过这样做，薄荷糖可以从一种代谢特化但遗传脆弱的作物发展成为一种具有适应性和科学成熟度的农业系统，能够满足全球健康、可持续性和粮食安全的需求。