转变联盟：探讨热应激对不同纬度地区软珊瑚微生物群的影响

《Frontiers in Marine Science》：Shifting alliances: exploring the impact of heat stress on soft coral microbiomes from different latitudes

　　摘要

引言：软珊瑚在底栖群落中扮演着关键的生态角色，它们通过增强生态系统健康、提供结构复杂性、循环营养物质以及维持与多种微生物的共生关系来发挥作用。尽管它们的微生物组具有高度结构化且物种特异性，但人们对它们对极端温度异常现象（如海洋热浪）的反应知之甚少。

方法：我们分析了来自极地（Alcyonium haddoni）、温带（Alcyonium acaule）和热带（Sinularia sp.）沿海环境的三种Malacalcyonacean的微生物组，这些样本既包括它们自然栖息地的情况，也包括在受控实验室条件下经历热暴露后的情况。通过16S rRNA扩增子测序，我们评估了（a）沿纬度梯度的细菌分类组成和结构，以及（b）热 stress对这些群落的影响。

结果：不同珊瑚物种之间的细菌群落组成存在差异，珊瑚与其周围水域之间的细菌群落组成也有明显区别。在所有地点中，Pseudomonadota门细菌在Alcyonium物种和海水样本中占主导地位。在热 stress 下，α多样性通常会增加，尽管不同物种的反应各不相同。热 stress 改变了细菌群落，减少了与自然栖息地微生物组相匹配的序列比例，使珊瑚微生物群落更类似于海水群落。宿主物种和温度处理共同解释了36.7%的微生物组成变异，这突显出了强烈的生态压力。

讨论：我们的发现表明，海水温度的上升可能会在全球范围内严重破坏珊瑚与微生物之间的关联。在热 stress 下观察到的珊瑚和海水细菌群落的趋同现象表明，宿主特异性的微生物特征可能会丧失，这可能会削弱珊瑚的抵抗力，并影响未来气候情景下的生态系统功能。

1 引言

软珊瑚是一类属于刺胞动物门（Cnidaria）八放珊瑚亚纲（Octocorallia）的底栖海洋动物。它们的特点是具有八条羽毛状触手的珊瑚虫群落，并由称为骨片的内部钙质结构支撑。虽然它们不会形成珊瑚礁，但它们在为海洋生态系统提供结构栖息地方面发挥着重要作用（Pérez等人，2016年）。八放珊瑚广泛分布于从极地到热带的海域，其广泛的地理分布反映了这一群体的显著适应能力（van de Water等人，2018a；Jahajeeah等人，2020年）。软珊瑚与其微生物组建立了复杂的共生关系，其中包括微藻、真菌、古菌和细菌，形成了被称为全生物体的复杂生物系统。这些共生关系在海洋生态系统中起着至关重要的作用，显著促进了营养循环和宿主的新陈代谢，形成了支持高多样性海洋物种的结构栖息地（Goulet等人，2020年）。此外，微生物组对于维持宿主的生理平衡、免疫力和整体健康至关重要，直接影响其对外部压力因素的抵抗力（van de Water等人，2018b）。理解这些关联对于揭示塑造珊瑚-微生物相互作用的生态和进化过程至关重要。

尽管软珊瑚微生物组的多样性和功能具有重要意义，但对其的研究仍然相对有限。特别是关于八放珊瑚相关微生物群落在环境压力下的稳定性和抵抗力的研究仍然很少。大多数现有研究仅限于单时间点的样本或有限的地理区域（van de Water等人，2018a）。一些研究表明，与珊瑚相关的微生物群落在短期环境波动下保持稳定，这突显了这些全生物体对短暂干扰的抵抗力（Garren等人，2009年；McDevitt-Irwin等人，2017年）；而其他研究则报告了热敏感共生体在热 stress 下的死亡，导致了珊瑚群落的变化以及分子水平上的变化（Sikorskaya等人，2020年）。这些变化可能会导致耐热共生体比例的增加，但也会降低整体共生体的多样性（Sampayo等人，2008年）。全球变暖导致海水温度持续上升，极端事件（如海洋热浪）的频率也在增加（Darmaraki等人，2019年；González-Herrero等人，2022年；Dong等人，2024年）。这些极端事件与包括造礁珊瑚和软珊瑚在内的底栖物种的死亡率增加有关（Hughes等人，2021年；Maucieri和Baum，2021年；Garrabou等人，2022年）。然而，这些压力因素对软珊瑚微生物组的影响仍大部分未被探索。了解这些群落的响应对于评估快速变化的海洋环境中八放珊瑚全生物体的抵抗力和适应能力至关重要。

在这项研究中，我们调查了热 stress 对三种软珊瑚物种——Alcyonium haddoni、Alcyonium acaule 和 Sinularia sp. 的微生物群的影响。选择这些物种是为了代表三个不同的气候区域：南极（极地）、地中海（温带）和关岛（热带），同时确保尽管地理上分离，但它们在分类学上尽可能接近。Alcyonium haddoni 是一种橙色的冷水软珊瑚，其特征是单叶状群体，对南极底栖群落结构有所贡献（Brusca和Brusca，2003年；Cárdenas等人，2008年；Nú?ez-Pons等人，2013年；Nú?ez-Pons和Avila，2014年）。Alcyonium acaule 是一种主要分布在中地中海的温带物种，在那里它是数量最多的软珊瑚之一。它在软底基质上形成革质、分叶状的群体，对支持当地生物多样性起着重要作用（Gili和Ballesteros，1991年；Ambroso等人，2013年；Teixidó等人，2016年；Rizzo等人，2021年）。Sinularia sp. 是常见于印度-太平洋珊瑚礁的热带软珊瑚，以其类似冠状的分叶或手指状形态而闻名，在热带珊瑚礁生态系统中起着重要作用（Benayahu和Van Ofwegen，2012年；Bourne等人，2013年；Haydon等人，2022年）。

本研究的主要目标是：i）表征来自不同气候区域（极地、温带和热带）的三种不同软珊瑚及其周围水域的细菌群落组成和结构；ii）揭示这些软珊瑚中的微生物群落在从极地到热带的环境范围内对热 stress 的响应。提高我们对软珊瑚微生物组的理解对于评估这些全生物体在快速变化的海洋中的抵抗力和适应能力至关重要。

2 材料与方法

2.1 采样和采样地点

共收集了67个属于三种八放珊瑚物种的样本，这些物种生活在等同的底栖环境中，采样地点代表了极地、温带和热带沿海环境（图1A）。

图1 采样区域地图。采样地点用红点（潜水）和红色虚线（拖网样带）表示。（A）全球地图；（B）南设得兰群岛（南极）的Livingston岛和Deception岛，标出了Polish Point（Livingston岛）和Whaler’s Bay（Deception岛）的潜水地点；（C）加泰罗尼亚Costa Brava海岸线及其Malgrat de Mar拖网区域；（D）马里亚纳群岛的Guam岛及其Cocos Lagoon潜水地点。

南极软珊瑚Alcyonium haddoni的样本（n = 26）分别于2017年和2019年的南极夏季在南设得兰群岛的两个采样地点收集：Polish Point（Livingston岛，n = 3）和Whaler’s Bay（Deception岛，n = 23）（图1B）。采集时的海水温度范围为-1至4°C。通过潜水在10–25米的深度手动收集了珊瑚群体和2升周围的海水。样本被放置在装有海水的单独塑料密封袋或螺旋盖容器中，并在1–2小时内冰镇后运输到实验室。

温带物种Alcyonium acaule（n = 23）于2018年7月在加泰罗尼亚Costa Brava西部海岸（Malgrat de Mar附近）的107–123米深度通过拖网收集（图1C）。在1米深度采集了2升海水样本。采集时的海水温度范围为14至15°C。珊瑚和海水样本的存储和运输方法如上所述。

印度-太平洋软珊瑚Sinularia sp.（n = 18）于2019年4月在关岛（马里亚纳群岛，密克罗尼西亚）的Cocos Lagoon的10–25米深度通过潜水采集（图1D）。采集时的海水温度为28–29°C，同样采集了2升周围的海水。存储和运输条件遵循上述相同协议。

每个地点选取了三个样本用于评估自然条件下的全生物体细菌组成，其余样本用于模拟下文描述的热浪对微生物组的影响。

极地样本的采集和处理遵循了所有适用的国际和国家关于动物护理和使用的指南和法规，符合当前西班牙法律以及《南极条约》和《南极环境保护马德里议定书》所规定的Comité Polar Espa?ol（CPE）的要求。CPE在2017年和2019年颁发了采集许可。从加泰罗尼亚政府（Generalitat de Catalunya）的农业、畜牧业、渔业和食品部获得了2018年从地中海海岸采集样本的许可。2019年3月获得了美国政府（关岛）的农业和渔业部门对采集热带样本的授权。

2.2 热 stress 实验设计

对于温度实验，15个Alcyonium haddoni样本、15个Alcyonium acaule样本和10个Sinularia sp.样本分别接受了三种温度处理：对照组温度（CT；当地海水温度）、热 stress 温度（HST；+4–5°C）和极端热 stress 温度（EHST；+10°C）。由于作者之前的研究发现Sinularia sp.样本无法在最高温度条件下存活，因此未对其进行EHST处理。每个物种另外增加了5个样本在CT下培养24小时后进行采样，以评估与处理相关的微生物群变化（水族箱适应对照组）。样本、采样地点和实验条件的总结见补充表1和表2。

水温通过连接到加热器（Sera 50/150 W）和冷却器（Aqua Medic Titan 150）的数字控制器（Aqua Medic T controller twin）进行控制。珊瑚被保存在分隔的 Tank中（根据群体大小分别为24–36升或480升），同时保持连续的海水循环和曝气。重复的珊瑚群体分布在共享相同海水的分隔 Tank中。极地珊瑚的培养期为21天，地中海珊瑚为14天，热带珊瑚为4天，以确保在较高温度下没有外部压力迹象，并考虑到更快的新陈代谢和细菌生长。

2.3 总DNA提取和16S rRNA的PCR扩增

所有珊瑚样本首先用无菌海水冲洗。使用FastDNA? SPIN Kit for Soil（MP Biomedicals，法国）从250毫克Alcyonium haddoni和Alcyonium acaule组织中提取DNA。由于这种方法对Sinularia sp.提供的DNA量较少，因此使用DNeasy PowerBiofilm Kit（Qiagen，西班牙）从200毫克组织中提取DNA，按照制造商的说明进行操作。

海水中的细菌DNA通过0.22 μm混合纤维素酯膜的真空过滤进行浓缩。过滤器放置在五个毫升的试管中，细菌保留侧暴露于提取缓冲液和珠子上，然后使用FastDNA? SPIN Kit for Soil（MP Biomedicals，法国）提取DNA。DNA浓度使用Qubit荧光计（Invitrogen）进行定量。所有提取步骤都包括了阴性对照。

2.4 Illumina 16S rRNA扩增子测序

测序在巴塞罗那基因组调控核心设施（CRG）的Illumina MiSeq平台上进行了三次运行。阴性对照（提取和PCR空白样品，以及用于冲洗动物的无菌海水）和两个不同的阳性对照[ABRF-MGRG 10 Strain Staggered Mix Genomic Material（ATCC MSA-3002）和ZymoBIOMICS Microbial Community DNA Standard（D6306）被包括在16S rRNA扩增子测序中。

使用Earth Microbiome Project引物[515F（Parada等人，2016）（5’-GTGYCAGCMGCCGCGGTAA-3’）和806R（Apprill等人，2015）（5’-GGACTACNVGGGTWTCTAAT-3’）从DNA提取物中扩增V4区域。PCR反应在25微升体积中进行，引物浓度为0.2 μM，使用KAPA HiFi HotStart ReadyMix（Roche）。循环条件为初始变性3分钟于95°C，然后是25个循环：95°C 30秒，55°C 30秒，72°C 30秒，最后在72°C下延伸5分钟。PCR产物被稀释到50微升，并使用AMPure XP珠子（Beckman Coulter）进行纯化。

第一个PCR引物包含用于在第二次PCR中添加全长Nextera适配器的-overhang，生成450 bp插入大小的测序-ready文库。第一个PCR产物的五微升用作第二次PCR的模板，使用Nextera XT v2适配器引物，在50微升反应中，使用与第一次PCR相同的混合物和温度程序，但只有八个循环。扩增后，25微升产物使用SequalPrep Normalization Kit（ThermoFisher Scientific）根据制造商的协议进行纯化。图书馆的样本被合并后，使用Agilent Bioanalyzer或Fragment Analyzer High Sensitivity检测方法分析其数量和大小分布，并通过qPCR（KAPA Library Quantification Kit，Kapa Biosystems）进行定量处理，之后在Illumina MiSeq平台上进行测序（2 × 300 bp）。2.5 生物信息学分析使用Cutadapt工具去除测序读段中的接头、引物、条形码和前导Ns序列。序列根据Dada2工作流的默认参数被处理成扩增子序列变体（ASVs）（Callahan等人，2016年）。质量过滤和修剪设置分别为正向读段180 bp，反向读段150 bp，每个读段的最大预期错误数为2个（EE = 2），这一参数被证明优于简单的平均质量分数过滤方法（Edgar和Flyvbjerg，2015年）。过滤后的序列被去重复处理，正向和反向读段对齐并合并。来自三次测序的序列被合并，去除嵌合体后生成ASV表格。分类鉴定使用SILVA SSU 138参考数据库进行，所得数据导入phyloseq R软件包进行微生物群分析。为了提高微生物群分析的准确性，还使用了decontam R软件包（Davis等人，2018年）来去除提取或测序试剂中可能存在的污染DNA。同时，也去除了叶绿体和线粒体相关的读段。2.6 数据分析使用Phyloseq（McMurdie和Holmes，2013年）和vegan（Oksanen等人，2022年）R软件包分析阿尔法和贝塔多样性。在进行阿尔法多样性分析时，首先对ASV表格进行了稀疏化处理，然后计算Chao1、Shannon和Inverse Simpson指数。在温度实验中，对每个目标物种的ASV表格分别进行了稀疏化处理。为了评估不同物种（A. haddoni、A. acaule、Sinularia sp.）之间的阿尔法多样性指数差异，进行了单因素方差分析（ANOVA），当ANOVA结果显著时，使用Tukey的HSD事后检验进一步分析。对于A. haddoni，使用Student's t检验比较了来自两个南极地点（Deception Island和Livingston Island）的样本之间的阿尔法多样性指数。此外，还进行了单因素ANOVA以评估同一珊瑚物种在不同水族箱实验组（自然栖息地、适应组、对照温度、热应激温度和高热应激温度）之间的阿尔法多样性差异，对显著结果应用了Tukey的HSD检验。所有单变量统计分析均使用SPSS Statistics v27（IBM公司）软件完成。对于贝塔多样性分析，将ASV计数转换为相对丰度，计算Bray–Curtis差异，并使用非度量多维缩放（nMDS）对样本进行排序。SourceTracker2软件包（Knights等人，2011年）用于识别来自不同实验组的珊瑚中的ASV来源。在此过程中，自然栖息地组、海水以及实验结束时的水族箱水被视为“来源”，而水族箱适应组、对照温度（CT）、热应激温度（HST）和极端热应激温度（EHST）组被视为“汇”。2.7 Sinularia sp.可培养分离株的分离与鉴定由于从Sinularia标本中提取DNA存在困难，使用无菌刀片切下三个自然栖息地标本（每个标本1-2克）的组织，并用无菌玻璃研钵和无菌海水在试管中匀浆。在无菌海水中制备了1/10和1/100的系列稀释液，每种稀释液100 μl以及未稀释的匀浆液100 μl分别涂布在添加了10%海水的R2A琼脂上。随后在20 °C下培养48-96小时后，随机选取50个分离菌落并划线在新的Petridish上以获得纯培养物。分离株保存在-80 °C的10%甘油中。分离工作在关岛大学（UOG）的海洋实验室进行。对于DNA提取，将两到三个菌落重新悬浮在50 μl的超纯水中并在100 °C下煮沸1分钟。使用引物27F和1492R（Lane，1991年）通过PCR扩增DNA，通过0.8%琼脂糖凝胶的电泳确认扩增成功。PCR产物使用PureLink PCR Purification Kit（ThermoFisher Scientific，西班牙马德里）进行纯化，使用Qubit仪器定量，并使用引物907R（5’ CCGTCAATTCMTTTRAGTTT 3’）和1492R（5’ TACGGYTACCTTGTTACGACTT 3’）通过Sanger技术进行测序。每个菌株的序列在BioEdit中比对，然后使用基本局部比对搜索工具（BLAST）将共识序列与NCBI核苷酸数据库进行比对。每个菌株被归类到与其序列相似度最高的细菌属。3 结果3.1 自然条件下的珊瑚细菌多样性来自珊瑚标本的16S rRNA基因测序数据显示，在过滤和清洗后共有666,338个细菌读段（表1）。珊瑚标本平均每个样本产生26,346个读段（范围4,008-42,363），而海水样本平均产生87,545个读段（范围68,988-102,531）。A. haddoni来自Livingston Island的ASV数量最多（845个），高于Deception Island的标本（466个），与地中海的A. acaule标本（775个）相似。Sinularia sp.的ASV数量最少（58个），其读段数量也最少。表1物种位置过滤后的细菌读段总数CoreChao1Shannon总ASVs平均 ± SDA. haddoniDEC311810339368 ± 1347846635154.7 ± 76.62.9 ±0.8A. haddoniLIV312708942363 ± 10769845129380.9 ± 111.53.3 ± 1.1A. acauleMED35894119647 ± 452940126158.8 ± 40.82.4 ± 0.5Sinularia sp.GUA3120254008 ± 118058625.1 ± 5.20.8 ± 0.1海水DEC168988NA320NA245.03.6海水LIV178394NA425NA319.03.9海水MED1102531NA775NA637.04.8海水GUA1100267NA450NA317.43.6自然栖息地珊瑚标本和海水的16S rRNA基因测序数据总结。显示了过滤后的细菌读段总数、总ASVs和核心ASVs数量，以及阿尔法Chao1丰富度指数和Shannon多样性指数。DEC表示Deception Island；LIV表示Livingston Island；MED表示地中海；GUA表示关岛；SD表示标准差；NA表示未分析。在几个样本中检测到了古菌读段，但由于使用的引物不适用于古菌域，因此未将其纳入进一步多样性分析。简言之，在关岛的海水样本中检测到少量古菌读段（12%），但在Sinularia sp.标本中未发现。南极和地中海的海水中古菌比例较低（0.1%–0.3%），而在Livingston Island的A. haddoni中古菌比例略高（4%），地中海的A. acaule中则为2.4%。在Deception Island的A. haddoni中，检测到0.4%的古菌读段。这些读段大多属于Candidatus Nitrosopumilus属，这是南极和地中海Alcyonium标本中特有的Crenarchaeota门菌株，尽管在唯一的地中海Alcyonium标本中Euryarchaeota门占主导地位。Crenarchaeota、Woesearchaeota和Thermoplasmata分别是南极、地中海和热带海水中最丰富的门类。3.1.1 阿尔法和贝塔多样性指标细菌多样性分析（阿尔法和贝塔多样性）仅使用属于细菌的ASVs进行。在对每个样本的读段数量进行稀疏化处理后，Livingston Island的南极Alcyonium标本的Chao1指数最高（380.9 ± 111.5）（表1）。Livingston Island的A. haddoni与Deception Island的A. haddoni以及A. acaule之间的Chao1指数存在统计学显著差异（p<0.05）。Livingston Island的南极A. haddoni的Shannon指数也略高于其他Alcyonium标本（分别为2.9 ± 0.8和2.4 ± 0.5）。对于海水样本，地中海海水样本的Chao1和Shannon指数最高（分别为637和4.8）。除Livingston Island的A. haddoni标本外，这些指数的海水样本都高于珊瑚标本本身。不同样本间微生物群落的变化通过Bray-Curtis系数的非度量多维缩放（nMDS）来表示（补充图1）。不同物种的标本根据八放珊瑚种类进行了聚类。对于南极A. haddoni，来自不同地点的标本聚集在一起，表明尽管阿尔法多样性存在差异，但Livingston Island和Deception Island的A. haddoni的整体细菌群落结构相似。海水样本也有类似的模式：Livingston Island和Deception Island的样本紧密聚集，地中海和关岛的样本也是如此。3.1.2 细菌群落的组成对不同物种重复样本的门级分布分析显示，Proteobacteria（现为Pseudomonadota）是A. haddoni和A. acaule中最丰富的门类（分别为Deception Island的80 ± 22%和Livingston Island的42 ± 19%，地中海为81 ± 10%）（图2）。Deception Island的A. haddoni中第二丰富的门类是Bacteroidota（18 ± 21%）。Livingston Island的A. haddoni中第二和第三丰富的门类分别是Firmicutes（现为Bacillota，29 ± 34%）和Bacteroidota（20 ± 12%）。而在A. acaule中，第二和第三丰富的门类分别是Spirochaetota（13 ± 6%）和Bacteroidota（2.7 ± 2.1%）。在Proteobacteria中，Gammaproteobacteria在A. acaule中占主导地位，而在南极A. haddoni中伽马-变形菌（Gamma-Proteobacteria）和Proteobacteria的比例相似。Sinularia sp.中占主导地位的门类是Firmicutes（90 ± 2.9%）。图2条形图显示了按门类分组的ASVs的相对丰度（%）。不同采集地点的海水细菌群落中，Proteobacteria（Pseudomonadota）占主导（62 ± 7.5%），其次是Bacteroidota（36 ± 4.8%）。南极海水中第三丰富的门类是Verrucomicrobiota（17 ± 0.02%），地中海（1.2%）和热带海水（1.2%）中则是Cyanobacteria（1.2%）。其他门类的相对丰度较低。在每个珊瑚物种中，前五个ASVs占16S rRNA序列的50%以上，A. acaule中达到72%，Sinularia sp.中达到90%（表2）。Deception Island的A. haddoni中，最常见的属是未鉴定的Terasakiellaceae家族属；而在Livingston Island的A. haddoni和Sinularia sp.中，最常见的属是Candidatus Hepatoplasma。Endozoicomonas是A. acaule中的主要属。大多数主要属在周围海水中未检测到（表2；补充图2）。表2物种位置属丰度百分比ASVA. haddoniDECFamily_TerasakiellaceaeFamily_TerasakiellaceaeFrancisella*Endozoicomonas*15.614.411.77.34.6SV54SV32SV76SV146SV44A. haddoniLIVCandidatus Hepatoplasma*Fulvivirga*Family_TerasakiellaceaeFamily_TerasakiellaceaeOM60(NOR5) clade28.710.17.15.95.4SV117SV286SV54SV76SV79A. acauleMEDEndozoicomonas*Endozoicomonas*BD1–7 cladeRalstoniaFamily_Spirochaetaceae23.419.917.97.83.6SV68SV74SV86SV18SV542Sinularia sp.GUACandidatus Hepatoplasma*Candidatus Hepatoplasma*Endozoicomonas*Candidatus Hepatoplasma*Ruegeria56.929.41.61.00.9SV431SV252SV674SV6723SV17不同珊瑚物种和地点的前五个ASVs的分类归属。DEC，Deception Island；LIV，Livingston Island；MED，地中海；GUA，关岛。*表示在珊瑚标本采集地点周围的水中未发现的属。3.1.3 细菌核心群落核心细菌群落定义为在重复样本中一致存在的细菌物种或ASVs，代表了微生物组的稳定和功能重要组成部分。Deception Island的A. haddoni中有35个ASV，Livingston Island的标本中有129个ASV（表1）。共有20个ASV仅存在于Deception Island的标本中，而在周围水中不存在。这些ASV归属于五个属（Ekhidna、Maribacter、Fulvivirga、Endozoicomonas、Lentilitoribacter）以及五个更高分类级别的分类单元。在Livingston Island的A. haddoni标本中，共有106个ASV存在于珊瑚标本中但不在周围水中。这些ASV归属于总共22个属，包括主要的Candidatus Hepatoplasma和Fulvivirga，以及其他较少见的属，如Ralstonia、Methylotenera、Roseobacter、Anderseniella、Filomicrobium、Pricia、Woeseia、Blastocatella、Cupriavidus、Subgroup 10、Pseudahrensia、Nannocystis、Aquibacter、Maritimimonas、Zobellia、OM27 clade、Pibocella、Nitrospira、Endozoicomonas、Lentilitoribacter）。综合两个地点的所有重复样本，A. haddoni的核心群落限于21个ASV，其中主要ASV在两个地点的标本中都存在，除了Francisella在Deception Island的标本中含量较高但在Livingston Island的标本中不存在。这21个ASV代表了12个属，包括OM43 clade、Ulvibacter、Polaribacter、Candidatus Hepatoplasma、Roseibacillus、OM60(NOR5) clade、Ekhidna、Fulvivirga、Sulfitobacter、Rubritalea、Lentilitoribacter、Colwellia，以及六个更高分类级别的未鉴定属。最终，Aurantivirga属存在于所有Deception Island的A. haddoni标本中，尽管对应的ASV有所不同。该属也在海水中被检测到。在A. acaule中，核心群落由26种ASVs组成，其中23种仅存在于珊瑚样本中。这23种ASVs被鉴定为九个属（JL-ETNP-Z34、Subdoligranulum、Catenibacterium、Ruminococcus、Staphylococcus、Burkholderia-Caballeronia-Paraburkholderia、Endozoicomonas、Klebsiella、Spirochaeta 2）以及两个更高分类层次的 taxon。值得注意的是，只有一种ASV（ASV 225，鉴定为Ralstonia）同时在来自利文斯顿岛的所有A. haddoni样本和A. acaule样本中被发现。在Sinularia sp.中，核心群落仅由六种ASVs组成，这些ASVs与周围水域中没有共享的。这些ASVs属于三个属（Ruegeria、Endozoicomonas和Bacillus）以及三个更高分类层次的 taxon。值得注意的是，最丰富的属（Candidatus Hepatoplasma）存在于所有样本中，但由不同的ASVs代表。

3.2 热应激对实验水族箱中细菌群落的影响

3.2.1 对α多样性的影响

在不同珊瑚物种中，通过水族箱实验评估了热应激的影响，三个不同水族箱分别暴露于三种不同的温度：自然栖息地温度（对照温度CT）和两种升高的热应激温度（HST和EHST）。与CT相比，热应激下的珊瑚样本的α多样性呈现一般性增加趋势，尽管这种效应因珊瑚物种而异（见图3）。例如，在A. haddoni中，ASVs的数量和Chao1指数在热休克应力下增加，但在HST和EHST样本之间没有观察到差异。此外，与CT样本相比，Shannon指数也呈现一般性增加趋势。在A. acaule中，仅在EHST样本中检测到α多样性的显著增加。在Sinularia sp.中，HST样本的ASVs、Chao1指数和Shannon指数均显著增加，这是该物种唯一研究的热应激条件。

图3

水族箱实验中的生物多样性指标（观察到的ASVs、Chao1指数和Shannon指数）：(A) 来自Deception Island的A. haddoni，(B) A. acaule和(C) Sinularia sp. CT为对照温度；HST为热应激温度；EHST为极端热应激温度。样本数量（n）。每个珊瑚样本的Chao1指数估计值均显示了标准误差条。注意不同珊瑚物种的刻度不同。

在实验开始前的第一次样本处理后，A. haddoni和A. acaule的ASV数量显著减少（p < 0.05），而在Sinularia sp.中没有观察到显著差异。

3.2.2 细菌群落的变化

在不同珊瑚物种的对照组和受热应激的样本中都观察到了细菌群落的变化。在来自Deception Island的A. haddoni中，自然栖息地样本中的优势门Proteobacteria（Pseudomonadota）也是所有水族箱实验条件中最丰富的门，尽管相对丰度不同（CT为86 ± 0.6%，HST为79 ± 9.0%，EHST为57 ± 7.4%）。Campylobacterota（16 ± 2.8）、Patescibacteria（现归类为Minisyncoccota）（5.1 ± 2.1%）和Bdellovibrionota（1.2 ± 0.1%）也存在于自然栖息地样本中，但其丰度低15-100倍（见补充图3）。在属水平上（见补充图4），在自然栖息地样本中占主导地位的Terasakiellaceae家族的未鉴定taxon也是所有实验组中的优势属，除了EHST样本外。在CT样本中，第二丰富的taxon是Endozoicomonas（24 ± 21%），而在HST样本中，Colwellia（12 ± 9%）和Endozoicomonas（11 ± 12%）排名第二和第三。在EHST样本中，优势属再次是Colwellia（18 ± 1%）、一个未鉴定的Arcobacteraceae家族属（17 ± 3%）和Pseudoalteromonas（12 ± 7%）。

在A. acaule中，自然栖息地样本中的优势门Proteobacteria（Pseudomonadota）也是CT和HST处理中最丰富的门，尽管相对丰度不同（CT为86 ± 11.4%，HST为89 ± 5.8%）。在EHST中，优势门是Bacteroidota（28 ± 4.3%），其次是Proteobacteria（Pseudomonadota）（24 ± 7.6%）。在这个实验组中，其他丰富的门包括Patescibacteria（Minisyncoccota）（12.5 ± 2.3%）、Campylobacterota（10 ± 5.5%）、Firmicutes（Bacillota）（8.5 ± 4.1%）和Desulfobacterota（8.2 ± 4.5%）。这些门也存在于自然栖息地样本中，但在热应激后它们的丰度有所增加（Firmicutes（Bacillota）增加了约0.5%，其他门减少了不到0.01%）。在属水平上，观察到优势属的差异（见补充图4）。虽然自然栖息地样本的优势属在CT样本中得以保留（Endozoicomonas、BD1–7支系、Ralstonia和Spirochaetaceae家族的未鉴定taxon），但在某些样本中观察到Endozoicomonas的相对丰度下降和Ralstonia的增加。这些属在HST样本中仍然以高相对丰度存在，但在EHST样本中其相对丰度降低了多达100倍。在EHST样本中，最丰富的属是一个未鉴定的JGI 0000069-P22目属（9 ± 2%）、Marinifilum（8 ± 6%）、Halarcobacter（7 ± 4%）、Fusibacter（5 ± 2%）和Terasakiella（5 ± 2%）。

在Sinularia sp.中，自然栖息地样本中的优势门Firmicutes（Bacillota）在CT中为90 ± 2.9%，在CT样本中降至41 ± 15%，在HST样本中降至45 ± 20.2%。在CT中，优势门是Proteobacteria（Pseudomonadota）（45 ± 23%），其次是Firmicutes（Bacillota）（41 ± 15%）；在HST中，优势门是Firmicutes（Bacillota）（45 ± 20%）、Desulfobacterota（31 ± 18%）和Bacteroidota（22 ± 10%）。在HST样本中，Proteobacteria（Pseudomonadota）的丰度较低（<1%）。在属水平上，观察到优势属的差异（见补充图4）。虽然自然栖息地样本的优势属在CT样本中得以保留（Endozoicomonas、BD1–7支系、Ralstonia和Spirochaetaceae家族的未鉴定taxon），但在某些样本中观察到Endozoicomonas的相对丰度下降和Ralstonia的增加。这些属在HST样本中仍然存在，但相对丰度降低了最多100倍。在EHST样本中，最丰富的属是一个未鉴定的JGI 0000069-P22目属（9 ± 2%）、Marinifilum（8 ± 6%）、Halarcobacter（7 ± 4%）、Fusibacter（5 ± 2%）和Terasakiella（5 ± 2%）。

在Sinularia sp.中，自然栖息地样本中的优势门Firmicutes（Bacillota）在CT中为90 ± 2.9%，在CT样本中降至41 ± 15%，在HST样本中降至45 ± 20.2%。在CT中，优势门是Proteobacteria（Pseudomonadota）（45 ± 23%），其次是Firmicutes（Bacillota）（41 ± 15%）；在HST中，优势门是Firmicutes（Bacillota）（45 ± 20%）、Desulfobacterota（31 ± 18%）和Bacteroidota（22 ± 10%）。在HST样本中，Proteobacteria（Pseudomonadota）的丰度较低（<1%）。在属水平上，观察到优势属的差异，主要在HST样本中（见补充图4）。自然栖息地样本中的优势属（Candidatus Hepatoplasma）在CT样本中被检测到，但在样本间表现出高度变异性（自然栖息地样本中为89 ± 3%，在CT样本中为45 ± 42%）。这个属在HST样本中未被检测到，并且观察到Endozoicomonas的减少（自然栖息地样本中为1.6 ± 0.5%，在EHST组中为0.01 ± 0.01%）。在HST样本中，最丰富的属是Halodesulfovibrio（30 ± 18%）、Crassaminicella（0.25 ± 0.15%）、Marinifilum（12 ± 11%）、一个未鉴定的JTB215家族属（6 ± 4%）和Carboxylicivirga（5.8 ± 5%）。这五个taxon在自然栖息地样本中均未发现。在合并同一实验组的所有重复样本后，所有实验组之间共享的属的数量最多的是A. haddoni（70），其次是A. acaule（40）和Sinularia sp.（7）（见图4）。

图4

维恩图显示了合并每个实验组的所有样本后不同实验组之间共享的属的数量：(A) A. haddoni，(B) A. acaule，(C) Sinularia sp. CT为对照温度；HST为热应激温度；EHST为极端热应激温度。

在A. haddoni中，自然栖息地组与CT组、HST组和EHST组之间共享的属的数量分别为103、136和136，其中HST组与EHST组之间共享的属最多（145个）。在A. acaule中，自然栖息地组与CT组、HST组和EHST组之间共享的属的数量分别为96、98和108，其中HST组与EHST组之间共享了111个属。最后，在Sinularia sp.中，自然栖息地组与CT组之间共享的属的数量分别为12和21。

在A. haddoni的核心群落中的五个属中，Ekhidna在HST和EHST处理后所有样本中都消失了。Maribacter仅在了一个CT样本中被检测到，但在所有HST和EHST样本中都有出现。Fulvivirga在五个CT样本、HST样本和EHST样本中的三个中被检测到。Endozoicomonas在五个EHST样本中的三个中消失了。最后，Lentilitoribacter在所有HST样本和五个EHST样本中的四个中被检测到。OM60(NOR5)支系在五个HST样本和EHST样本中的三个中缺失，而Francisella在五个EHST重复样本中的两个中未被检测到。其他属显示出更变化的模式（见图4A）。

在A. acaule中，核心群落中最丰富的属（Ralstonia、Endozoicomonas、BD1–7支系和Spirochaetaceae家族的未鉴定taxon）在所有水族箱样本中都被检测到，除了BD1–7支系在两个HST样本中未被检测到。一些只在珊瑚样本中检测到的属，如Subdoligranulum、Catenibacterium、Ruminococcus、Staphylococcus、Burkholderia-Caballeronia-Paraburkholderia和Klebsiella，在EHST样本中未被检测到。其中一些还在某些HST样本中消失了（见图4B）。

在Sinularia sp.中，Endozoicomona在HST样本中未被检测到，而Ruegeria在HST样本中增加，Bacillus在所有水族箱样本中消失（见图4C）。

总体而言，在所有三种珊瑚物种中，自然栖息地样本中观察到的最丰富属在CT组中得以保留，尽管存在一些变化。相比之下，这些属在受热应激的样本中显著减少（见补充图5）。

3.2.3 群落变化的驱动因素

基于冗余分析（RDA）的方差分解表明，宿主物种（X2）是群落变化的主要驱动因素，独立解释了总方差的28.2%。实验温度处理（X1）额外解释了11.1%的方差。这些预测因子之间的共享部分可以忽略不计，表明它们的解释效应几乎没有重叠。总体而言，宿主物种和温度解释了观察到的36.7%的变异，剩余的63.3%未得到解释（见图5）。

图5

细菌群落结构的冗余分析（RDA）。样本按照实验组（CT、HST、EHST）着色，并根据物种（A. haddoni、A. acaule和Sinularia sp.）进行分组。包括方差分解和调整后的R2。

3.2.4 追踪新建立群落的起源

为了理解在水族箱实验中检测到的ASVs数量增加的原因，对测序读段的起源进行了生物信息学分析。随着温度的升高，来自自然栖息地组的读段数量在水族箱样本中减少，尽管不同珊瑚物种之间的动态不同（见图6）。在A. haddoni样本中，随着热应激的加剧，来自海水的读段比例显著增加（HST为18 ± 8%，EHST为79 ± 6%），而在A. acaule中，只有在EHST时观察到海水读段的显著增加（48 ± 16%）。

图6

热应激实验中读段来源的识别。(A) A. haddoni；(B) A. acaule；(C) Sinularia sp. CT为对照温度；HST为热应激温度；EHST为极端热应激温度。

最后，在Sinularia sp.中，热应激显著改变了它们的微生物组，99%的读段在HST样本中的来源未知。值得注意的是，与A. haddoni和A. acaule相比，Sinularia sp.对照组在实验开始24小时后就已经存在更高比例的未知读段，尽管变化较大（32 ± 26%），表明该物种难以适应水族箱环境。这种变异性在CT组中也观察到（46 ± 43%）。

3.3 从Sinularia sp.中鉴定可培养的细菌

为了更好地了解Sinularia sp.的细菌共生体，并鉴于检索到的读段数量较少，基于16S rRNA基因测序鉴定了之前从三个样本中分离出的菌株。大多数可培养的分离株属于Pseudomonas sp.（见补充表3），它在所有三个样本中的检出频率均超过50%。Halopseudomonas和Vibrio物种也在所有样本中被检测到，但频率较低。在所有分离出的属中，只有Vibrio通过培养和16S rRNA扩增子测序都被检测到。

4 讨论

4.1 自然条件下珊瑚的细菌多样性

在这项研究中，我们评估了来自不同气候区域的三种不同软珊瑚物种相关的微生物群落，这些区域代表极地、温带和热带地区，并研究了它们在热应激下的变化。八放珊瑚通过提供栖息地、支持生物多样性、循环营养物质以及促进海洋生态系统的结构和韧性，发挥着重要的生态功能。八放珊瑚与其微生物组形成的多种关联形成了全生物体（holobionts），这可能具有生态和进化意义（Knowlton和Rohwer，2003）。尽管我们的分析主要关注细菌群落，但也检测到了一些古菌类群（Archaea）。古菌已被描述为珊瑚全生物体的相关元素（Moissl-Eichinger等人，2018）。尽管在我们的数据集中这些细菌的相对丰度较低，但它们在所有水样中以及几乎所有分析的八放珊瑚（Octocorallia）样本中都被检测到。最常被检测到的属是Candidatus Nitrosopumilus，它在海洋氮循环中起着重要作用，并被认为通过调节浮游植物的营养可用性来控制海洋生物泵（Laso-Pérez等人，2025年）。人们普遍认为它们主导了海洋中的硝化作用，尤其在贫营养海域中负责氨的氧化（Karner等人，2001年；Martens-Habbena等人，2009年）。在我们的样本中还发现了其他门类的微生物，如广古菌门（Euryarchaeota）和Woesearchaeota，它们也参与碳、氮和硫的厌氧生物地球化学循环（Baker等人，2020年；Liu等人，2021年；Wu等人，2024年），这些可能在软珊瑚及其周围海水的微生物组代谢网络中也很重要。

软珊瑚中的细菌多样性低于周围水域，利文斯顿岛（Livingston Island）的A. haddoni样本除外。这一现象与其他关于八放珊瑚以及其他底栖动物（如造礁珊瑚和海绵）的微生物组研究结果一致（De Castro-Fernández等人，2023年；McCauley等人，2023年；Easson等人，2024年）。这种现象通常归因于宿主生物与其微生物组之间的复杂相互作用，宿主的抗菌特性可能在塑造微生物群落多样性方面起着关键作用（Shore-Maggio等人，2015年；Pham等人，2016年；Abdel-Lateff等人，2019年；Amran等人，2024年）。

在软珊瑚中，基于Chao1和Shannon指数，利文斯顿岛的A. haddoni显示出最高的细菌多样性，而Sinularia sp.样本的多样性最低，这与它们的读数和ASVs数量较少相符。值得注意的是，尽管Sinularia sp.样本使用了不同的DNA提取试剂盒，但结果与其他关于关岛（Guam）和其他密克罗尼西亚地区Sinularia sp.的研究相符，这些研究报告了相似的读数和ASVs数量，但Shannon指数略高（分别为1至2.5和0.8）。在这些研究中，周围水域的Shannon指数约为2.6和3.9，而在我们的研究中，Shannon指数为3.6（Park等人，2022年；Easson等人，2024年）。

在门级别上，假单胞菌门（Pseudomonadota，以前称为变形菌门Proteobacteria）是在所有海水和Alcyonium样本中最丰富的门类。该门类被广泛认为是水生生态系统以及与软珊瑚相关的整个生物群落中的主导者（Bolhuis和Stal，2011年；Suh等人，2014年；Prioux等人，2024年）。拟杆菌门（Bacteroidota）是Deception Island的A. haddoni和周围海水中第二丰富的门类，在利文斯顿岛的A. haddoni以及地中海物种A. acaule中则是第三丰富的门类。海洋拟杆菌在有机物的降解中起着关键作用，尤其是在浮游植物大量繁殖期间产生的有机物（Glasl等人，2020年），这在本文研究的软珊瑚区域尤为重要。其他普遍存在且丰富的门类包括Sinularia sp.和利文斯顿岛A. haddoni中的杆菌门（Bacillota）、A. acaule中的螺旋菌门（Spirochaetota）、南极样本中的疣微菌门（Verrucomicrobiota），以及地中海和热带海水中的蓝细菌门（Cyanobacteria）。这些门类在文献中被认为对营养循环和其他生物体的相互作用很重要。杆菌门有助于细菌的定植、营养物质的获取以及微生物群落内的相互作用（Chen等人，2025年）。螺旋菌门可以合成维生素和必需氨基酸，这些是软珊瑚宿主自身无法产生的化合物（Gervais等人，2025年），而疣微菌门对于生态系统中的复杂有机物的重新矿化至关重要，有益于与其相互作用的生物体（Orellana等人，2022年）。

与先前的研究一致，我们的结果支持了八放珊瑚微生物组的宿主特异性（van de Water等人，2018a）。它们的大部分核心微生物组由与周围海水不同的独特分类单元组成：在Deception Island为57%，在利文斯顿岛为82%，在地中海为88%，在关岛为100%。A. acaule的核心细菌群落包括九个属，其中一些属在人类和动物的微生物组中也很常见，如瘤胃球菌（Ruminococcus）和葡萄球菌（Staphylococcus）（Valentino等人，2024年）。然而，有一个属与利文斯顿岛的A. haddoni共享，即Ralstonia，该属与Symbiodiniaceae家族的甲藻密切相关，也参与氮固定（Ainsworth等人，2015年；Yu等人，2021年）。Endozoicomonas和螺旋菌科（Spirochaetaceae）在A. acaule的核心细菌群落中的存在与其他关于地中海八放珊瑚的研究结果一致，这些研究报道了它们在这些珊瑚中的主导地位，并支持这些细菌与其珊瑚宿主之间可能存在共同进化的关系（Prioux等人，2024年）。

Deception Island和利文斯顿岛的A. haddoni的核心微生物组有所不同，尽管它们在12个属中共有21个ASVs。其中，Fulvivirga被描述为珊瑚的健康生物标志物（Silva-Lima等人，2021年），以及Candidatus Hepatoplasma，这种细菌常见于棘皮动物、等足类和端足类的肠道中（Zamora-Brise?o等人，2020年），尤其值得注意。Candidatus Hepatoplasma的存在突显了它作为共生微生物的作用，特别是在营养贫乏环境中的宿主体内吸收营养方面（Fraune和Zimmer，2008年；Dong等人，2023年），例如极地地区（Angulo-Preckler等人，2020年）。此外，在Deception Island的A. haddoni核心群落中，Francisella属的细菌数量较多。虽然该属的大多数成员具有病原性，但也有一些被描述为营养共生体（Duron等人，2018年）。

Sinularia sp.的细菌群落相比其他八放珊瑚显示出较少的读数和ASVs。Sinularia sp.的核心微生物组主要由三个属支配：Ruegeria、Endozoicomonas和Bacillus，这些属在周围海水中不存在，并且在文献中一直被报告为关键的珊瑚共生体。Bacillus和Ruegeria物种能够抑制如Vibrio coralliilyticus等病原体的生长（Voolstra等人，2024年）。Ruegeria还通过促进Endozoicomonas的生长来减轻病原体引起的菌群失调（Xu等人，2024年）。除了在氮和磷循环中的作用外，Endozoicomonas还被报道具有抗菌活性（Morrow等人，2015年；McCauley等人，2023年）。值得注意的是，Endozoicomonas属在本研究分析的所有八放珊瑚物种的核心细菌群落中都一致存在。

从Sinularia样本中分离出的可培养细菌的组成与Illumina 16S rRNA扩增子测序的结果完全不同，大多数分离株属于假单胞菌属（Pseudomonas sp.）。这种差异可能是因为只有极少数细菌是可培养的，以及两种技术之间的敏感性差异。关于从Sinularia sp.中分离出的细菌的大部分文献主要集中在这些培养物的抗菌活性上，而不是描述细菌群落的组成（Sulistiyani等人，2010年；Chen等人，2012年）。例如，Radjasa等人（2007年）从Sinularia polydactyla中分离出具有抗菌活性的假单胞菌菌株。

4.2 热应激对实验水族箱中细菌群落的影响

由气候变化驱动的全球变暖预计将增加热浪的频率并提高海洋温度，对珊瑚生态系统构成重大威胁（Fr?licher等人，2018年）。本研究旨在评估这些软珊瑚的微生物群在受控实验室条件下对热应激的反应。本文研究的两种Alcyonium软珊瑚在其自然栖息地中的丰富度和多样性高于在水族箱条件下的情况，而Sinularia sp.则没有显示出这种趋势。这种在Alcyonium中的差异已在先前的研究中观察到，并被认为是研究实验室条件下可能影响珊瑚微生物组因素的一个限制（van de Water等人，2018b）。为了最小化这一方法学限制，我们的研究考虑了细菌群落在自然栖息地中的丰富度和组成，在水族箱中24小时后的情况，以及在不同热应激水平下的情况。总体而言，随着温度的升高，物种丰富度和多样性呈现增加趋势，特别是在A. acaule和Sinularia sp.中更为明显。这一趋势与之前关于海绵以及其他珊瑚的研究结果相反，那些研究表明随着温度的升高，多样性会减少（Grottoli等人，2018年；De Castro-Fernández等人，2023年）。然而，一些文献表明，由于宿主的免疫反应，珊瑚整个生物群落可能会在热应激下保持稳定（van de Water等人，2018b；Maher等人，2020年），而其他研究则报告说热应激下的珊瑚Shannon和Chao1指数有所增加（Zhu等人，2023年；Martin-Cuadrado等人，2024年）。总体而言，物种特定的反应可能解释了这些多变的结果。

将样本保持在水族箱条件下可能会引起在自然栖息地中观察不到的变化，正如CT样本所示。重要的是，尽管存在一些波动，但最普遍的细菌属在水族箱中仍然存在，这支持了观察到的模式的可靠性。所研究的软珊瑚表现出高度的宿主特异性，这似乎对细菌群落的组成有更大的影响。尽管如此，热暴露仍然导致了细菌群落组成的可测量变化。重要的是，同一分类组内的密切相关的细菌在功能上可能存在显著差异，表明在菌株或种群层面可能会发生生态重组。这种细微的动态变化无法通过16S rRNA测序来解析，这限制了对更广泛分类变化的解释（Voolstra和Ziegler，2020年）。因此，尽管我们没有进行功能分析，但这里检测到的组成变化可能仍然反映了无法通过所用分类学分辨率解析的潜在功能重组。在A. haddoni中，Colwellia是最丰富的属，它之前已被关联到海绵和珊瑚的疾病、组织损伤和应激（Gajigan等人，2017年；De Castro-Fernández等人，2023年）。Pseudoalteromonas是在EHST样本中检测到的第三丰富的分类单元。这种主要存在于海洋中的细菌属具有广泛的热耐受性，能够适应极端环境条件，经常与藻类和海绵等海洋生物相关联，并且具有显著的抗菌特性，包括抑制病原体和生物膜的形成（Holmstr?m和Kjelleberg，1999年；Parrilli等人，2021年）。

在受到热应激的A. acaule样本中，观察到Endozoicomonas和Ralstonia等属的相对丰度下降，尤其是EHST条件下，同时Marinifilum和Halarcobacter等属的数量增加，后者包括一些已被报道为水生动物和珊瑚病原体的物种（Rahman等人，2020年；Selwyn等人，2024年）。Endozoicomonas的减少与先前的研究结果一致，这些研究表明该属的变化与宿主的生理反应有关，可能有助于宿主在热应激下的恢复力，这表明其丰度的变化可能直接影响珊瑚在环境扰动下的健康（Wu等人，2026年）。在这个背景下，环境因素已被报道可以解释A. acaule微生物组变异的很大一部分（72.4%），进一步支持了其微生物群落对外部压力因素的敏感性（Steinum等人，2024年）。同样，在Sinularia sp.中，自然栖息地中最丰富的属Candidatus Hepatoplasma在暴露于HST的样本中不再被检测到，而五个之前未检测到的属变得占主导地位。其中，Halodesulfovibrio和Marinifilum都与硫循环有关（Bozo-Hurtado等人，2013年；Chen等人，2021年；Zhang等人，2021年），成为突出的分类单元，表明在热应激下微生物组介导的过程可能会发生变化。

我们的研究一致地证明了温度对细菌群落结构和组成的影响。一方面，宿主物种本身占了观察到的变异的28%，显示出强烈的影响；另一方面，温度独立解释了另外11%的变异，表明了一个中等但生态上重要的影响。这两个因素的综合影响占变异的36.7%。尽管由于生态群落的固有复杂性，生态群落数据通常只能解释少量的变异（Paliy和Shankar，2016年），但宿主物种和温度共同解释的36.7%代表了显著的生态效应（Anderson等人，2006年；Hillebrand等人，2008年；Borcard等人，2018年）。然而，这些由温度引起的模式应谨慎解读，因为每种温度处理都是在一个分隔的水族箱中进行的，因此不能完全排除水族箱层面的潜在影响。尽管没有检测到异常的水族箱事件（如藻华），但微生物动态或水化学的微妙差异可能导致了观察到的变化。尽管这些结果在不同宿主物种和地区之间都是一致的，并且解释变异的幅度表明了生物学上的显著效应，但我们必须意识到温度处理是在实验池层面进行的。因此，这些发现应该被理解为在该实验框架内的处理相关模式，而非完全独立的重现的温度效应。对于本研究中分析的所有物种，增加的热应力与宿主特异性细菌的减少相关，同时与海水来源的群落和未知来源的Taxa相关的读数比例增加。重要的是，“未知来源”的标记并不意味着这些ASVs在分类学上未被分类或生物学上是新颖的，而是意味着它们的分布无法通过模型中包含的来源环境来解释。如果控制样本中相对丰度非常低的Taxa在热应力下增加并变得可检测到，就会出现这种模式。因此，观察到的未知来源读数的增加应该谨慎解释，这不一定意味着细菌大量繁殖或珊瑚死亡，而是热应力下微生物组结构的重大变化。这种一般模式在所有研究区域中都是一致的，尽管群落的恢复力有所不同。极地和中热带的样本适应了高度稳定的环境，并且已经接近其热阈值的上限，因此即使面对轻微的温度升高也会表现出明显的反应，这反映了它们狭窄的热安全窗口和对稳定、特化共生群落的强烈依赖。相比之下，温带样本主要在更极端的条件下作出反应，这与它们对其纬度范围内自然温度变化的适应性一致。重要的是，尽管所有三种珊瑚物种都显示出增强的宿主特异性，但温带珊瑚似乎将这种稳定性与微生物的可塑性结合起来，有选择地调整其微生物组的某些成员以缓冲环境波动（Huang等人，2025年）。因此，高宿主特异性并不限制物种的适应潜力。相反，它可以与功能灵活性相结合，提高恢复力，使每个物种能够在应对环境变化的同时维持关键的共生关系。然而，地中海样本表现出的热耐受性可能在不久的将来受到威胁，因为预计海洋热浪将会变得更加频繁和持久（Darmaraki等人，2019年）。这些结果表明，尽管在热应力下多样性可能会增加，但宿主特异性细菌会被周围海水中的细菌所取代，这一趋势之前也有报道，同时伴随着珊瑚病原体的增加（Tout等人，2015年；Sun等人，2022年）。由于火山活动和地貌特征，欺骗岛的海水温度比其他南极地区更高（Luengo-S等人，2025年），这可能促进了当地生物对热应力的更高程度的微生物组适应。在我们的研究中，无法对来自利文斯顿岛的A. haddoni样本进行热应力实验。进一步的研究应该分析其他具有常规海水温度的南极地区中软珊瑚微生物组的变化。像珊瑚这样的全生物体是高度复杂的系统，即使是日常的温度波动也会影响它们的微生物组（Hsieh等人，2024年）。因此，在热应力下观察到的微生物组变化可能是由多种因素引起的。一种可能性是物种选择性，即在这些环境条件下更适合软珊瑚的微生物得到优势，包括来自周围水域的细菌群落的定植。另一方面，细菌与珊瑚宿主之间的关系可能受到噬菌体的影响（Varona等人，2024年；Wallace等人，2024年）。这些病毒可以通过各种策略调节细菌种群，例如“杀胜者”动态，其中更丰富的细菌具有更高的裂解率（Thingstad，2000年）。在受压细菌中诱导噬菌体也可能导致宿主特异性细菌的减少（Martin-Cuadrado等人，2024年）。这也可能解释了来自海水或未知来源的细菌群落的增加，包括病原体（Wang等人，2022年）。此外，lysogeny已被证明在转移参与宿主代谢的基因方面起着关键作用，进而影响珊瑚的代谢（Varona等人，2024年）。我们的研究表明，软珊瑚的微生物群具有高度的宿主特异性，与气候变化相关的海洋温度升高可以在三个脆弱的海洋区域引起这些微生物群的显著改变。软珊瑚拥有独特的、物种特异性的微生物组，这些微生物组与周围海水中的微生物组有显著差异，强调了宿主在其微生物组合形成中的关键作用。热应力导致细菌组成的显著变化，表现为多样性增加、宿主特异性Taxa的丧失以及与海水相关的、潜在致病菌的富集。这些变化表明，海洋变暖可能会破坏软珊瑚相关的微生物组，从而危及全生物体的健康和生态恢复力。重要的是，跨物种和地区观察到的一致且可测量的变化表明，软珊瑚微生物组可以作为海洋变暖的早期预警信号，提供对热应力和环境扰动的敏感指示，这些信号可以整合到监测程序中，以预测生态系统反应并指导积极的保护策略。总体而言，我们的发现突出了软珊瑚-微生物相互作用对环境变化的敏感性，并强调了继续研究海洋变暖下驱动微生物组重构的机制的重要性，以及这对软珊瑚群落及其周围生态系统更广泛的生态后果。