《Plants》：The FHY3/FAR1 Gene Family in Plants: Transposase-Derived Transcription Factors as Master Integrators of Light Signaling and Plant Development
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FAR-RED IMPAIRED RESPONSE 1（FAR1）与FAR-RED ELONGATED HYPOCOTYL 3（FHY3）转录因子，连同FAR1-RELATED SEQUENCE（FRS）及FRS-RELATED FACTOR（FRF）家族的其
FAR-RED IMPAIRED RESPONSE 1（FAR1）与FAR-RED ELONGATED HYPOCOTYL 3（FHY3）转录因子，连同FAR1-RELATED SEQUENCE（FRS）及FRS-RELATED FACTOR（FRF）家族的其他成员，是植物中转座元件驯化的典型代表。这些蛋白起源于古老的Mutator样元件（MULE）转座酶，在全植物界被重塑为转录调控因子。FHY3与FAR1最初在拟南芥（Arabidopsis thaliana）中被鉴定为光敏色素A（phyA）信号的正调控因子，参与协调光信号与生物钟、叶绿素合成、激素通路、胁迫响应、开花时间、分枝调控、叶片衰老、种子休眠及磷稳态等过程。在分子层面，FHY3与FAR1主要通过结合靶基因启动子区保守的FHY3/FAR1结合位点（FBS，序列为CACGCGC）调控基因表达，同时也通过与HY5、PIFs、EIN3、TOC1及SPL等核心信号调控因子的蛋白互作发挥作用。本综述系统总结了FHY3/FAR1基因家族功能的分子基础，梳理了已报道家族成员的功能与突变体表型，并重点介绍了拟南芥之外其他植物物种的最新研究进展。该基因家族整体表明，起源自驯化转座酶的蛋白可演化成为植物发育与环境适应的关键调控因子。
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引言
转座元件（TEs）是可移动DNA序列，宿主可通过驯化将其编码蛋白改造为调控因子。转座酶编码的DNA结合域与蛋白互作界面在催化活性丧失后，可被重塑为转录因子。除Mutator样元件（MULE）起源的MUSTANG基因调控植物发育外，Transib起源的重组激活基因1（RAG1）介导动物V(D)J重组。FAR1/FHY3家族是另一类被深入研究的转座元件驯化案例。最初通过拟南芥phyA信号缺陷筛选发现，FAR1与FHY3展示了驯化转座酶如何被招募至植物光信号网络。植物利用光受体感知红光与远红光，phyA特异性介导极低光通量响应（VLFR）与远红光高辐照响应（FR-HIR）。正向遗传筛选鉴定出两个编码新型核蛋白的基因FAR1与FHY3，序列分析显示二者与MuDR类MULE转座酶具有显著同源性，是真核生物中转座元件驯化的经典范例。自首次鉴定以来，FHY3与FAR1的功能已远超phyA信号范畴。作为转录因子，它们不仅直接调控FHY1与FHL的表达以促进phyA入核，还参与叶绿素合成、生物钟、脱落酸（ABA）信号、分枝、开花时间、叶片衰老、种子休眠、淀粉代谢、UV-B响应、磷稳态、活性氧清除及植物免疫等多种生物学过程。除FHY3与FAR1外，拟南芥基因组还包含12个FRS1–FRS12基因及至少4个FRF1–FRF4基因。尽管多数FRS/FRF成员功能未知，近期研究揭示了特定成员的独特作用。该基因家族在被子植物中广泛保守，大豆、玉米、水稻、藜麦、人参及桉树等作物基因组分析显示其扩张常由多倍化驱动。
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FHY3/FAR1家族的进化起源与结构域架构
2.1 转座酶驯化与保守蛋白结构
FHY3与FAR1属于起源于转座元件的植物调控蛋白类群，系统发育分析将其归入MULE超家族的MuDR分支。与经典转座酶不同，FAR1与FHY3已丧失催化活性，演化成为序列特异性转录因子。FHY3/FAR1蛋白见于被子植物，部分苔藓与裸子植物基因组中也存在相关序列，提示该转座酶起源谱系可能起源古老，但苔藓与裸子植物序列与被子植物FHY3/FAR1的进化关系仍需进一步解析。被子植物中该类蛋白的保守性表明，一旦被招募至调控功能，这些蛋白便受到功能约束。FHY3/FAR1家族蛋白长度约为531至851个氨基酸，多数成员含有1至3个卷曲螺旋基序及1至2个预测核定位信号，与实验观测到的核定位一致。全长FHY3/FAR1家族成员共享保守的三结构域组织：N端为C2H2锌指DNA结合域（FAR1结构域），识别靶启动子中的FBS（CACGCGC）；中央区域为推定MULE转座酶起源结构域，介导蛋白二聚化及蛋白互作，FHY3与FAR1可形成同源及异源二聚体；C端为SWIM锌指结构域，具有转录激活活性。上述特征共同展示了祖先转座酶骨架如何被重塑为转录调控因子。
2.2 家族分类与系统发育
拟南芥FHY3/FAR1蛋白家族的系统发育分析通常将其分为六个亚组。亚组I包含主要转录因子FHY3、FAR1、FRS1、FRS2与FRS4；亚组II包括FRS6与FRS8，推测为转录因子但具体靶点不明确；亚组III为研究较充分的FRS7与FRS12分支；亚组IV包括FRS3、FRS5与FRS9，与茉莉酸信号通路密切相关；亚组V由功能未知的FRS10与FRS11组成；亚组VI对应FRF蛋白。
2.3 结构域截短与功能分化
截短型家族成员在结构与功能上均与全长转录激活因子存在明显差异。相较于FAR1与FHY3，FRS7与FRS12额外含有一个FAR1结构域，并作为转录抑制因子而非激活因子发挥作用。FRS9更为特化，完全缺失FAR1结构域，暗示其可能存在非经典调控机制。FRF1–FRF4进一步截短，缺失MULE与SWIM结构域，被认为可通过竞争性结合FBS启动子但不激活转录，从而削弱FHY3/FAR1活性。比较基因组学显示，移码与无义突变在该家族结构多样化中起重要作用。部分截短蛋白被定义为FM型，保留FAR1 DNA结合域与MULE起源区域，但缺失C端SWIM结构域及其转录激活功能。水稻中由物种特异性移码突变产生的FM结构FAR1基因已被证实调控花粉育性，直接证明FAR1截短衍生物可获得重要生物学功能。
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拟南芥FHY3/FAR1基因家族的生物学功能
3.1 光敏色素A信号
FHY3/FAR1在phyA信号中的作用最为明确。phyA在胞质中以非活性Pr形式合成，远红光激活后转化为活性Pfr形式，经FHY1/FHL蛋白通过importin依赖途径入核直接调控基因表达。FHY3与FAR1通过结合FBS直接激活FHY1与FHL转录，促进phyA核积累及下游远红光响应。fhy3单突变体表现出严重远红光响应缺陷，far1突变体表型较弱，而fhy3 far1双突变体表型比任一单突变体更严重，表明二者存在部分功能冗余。该转录模块还受反馈与翻译后调控精细调节：ELONGATED HYPOCOTYL5（HY5）与FHY3/FAR1物理互作并减弱其对FHY1/FHL的激活，形成负反馈环路维持phyA信号稳态；PHYTOCHROME INTERACTING FACTOR（PIF）家族成员可与FHY3互作并调控其在共同靶启动子上的转录活性；远红光还可促进FHY1的K32与K103位SUMO化修饰加速其降解，而SUMO蛋白酶ASP1通过去SUMO化稳定FHY1。
3.2 UV-B信号与COP1调控
FHY3还参与UV-B信号，功能延伸至可见光响应之外。UV-B由光受体UVR8感知，通过COP1与HY5介导光形态建成响应。FHY3在UV-B响应下通过FBS元件激活COP1转录，该过程与HY5协同并依赖功能性UVR8通路。fhy3突变体在UV-B条件下表现出诱导基因表达下降及光形态建成响应受损，表明FHY3在该通路中位于COP1与HY5上游，是不同光信号通路的多功能整合因子。
3.3 生物钟调控
FHY3与FAR1通过连接光信号与核心振荡器基因的转录调控，在生物钟中发挥重要作用。研究人员证实FHY3与FAR1直接结合CIRCADIAN CLOCK ASSOCIATED 1（CCA1）启动子并激活光诱导的CCA1表达，建立了phyA信号与拟南芥生物钟的直接分子联系。该激活受拮抗调控因子控制：PIF5直接结合CCA1启动子抑制其表达，并与FHY3物理互作抑制其转录激活活性；TIMING OF CAB EXPRESSION 1（TOC1）同样通过与FHY3互作减弱其在CCA1启动子上的活性，且TOC1磷酸化可增强其与FHY3的亲和力。FHY3/FAR1介导的激活与PIF5/TOC1介导的抑制共同构成拮抗调控模块，整合光输入与内源节律计时，保障CCA1的稳健节律表达。
3.4 开花时间调控
FHY3与FAR1通过整合光信号与年龄依赖性miR156-SPL通路调控开花时间。机制上，FHY3与FAR1分别与开花促进转录因子SPL3、SPL4及SPL5物理互作，抑制其与花转换关键基因FRUITFULL（FUL）、LEAFY（LFY）、APETALA1（AP1）及MIR172C启动子的结合，从而抑制SPL介导的开花转录输出，延迟营养生长向生殖发育的转变。该模块在遮阴条件下尤为重要：遮阴时FHY3与FAR1蛋白丰度下降，而SPL3、SPL4及SPL5积累，导致下游开花促进基因表达上调，开花加速，帮助植物在冠层光环境变化下协调开花时间。
3.5 叶绿素合成与叶绿体发育
FHY3与FAR1直接参与叶绿素合成与叶绿体发育。FHY3结合四吡咯合成关键酶5-氨基乙酰丙酸脱水酶编码基因HEMB1的启动子，并与PIF1协同调控其去黄化过程中的表达。fhy3突变体表现为HEMB1表达下降及暗-光转换期叶绿素积累受损。FHY3还通过激活叶绿体分裂关键动力蛋白相关蛋白编码基因ARC5促进叶绿体分裂，该调控同样受到FRS4通过结合ARC5启动子FBS及类FBS元件的支持。该分支调控与phyA信号在遗传学上可分离，因为arc5突变体远红光响应正常，且过表达FHY1不能挽救叶绿体分裂缺陷。此外，fhy3 far1双突变体活性氧与水杨酸积累升高，防卫基因组成型表达，对丁香假单胞菌抗性增强，这与叶绿体逆行信号相关，支持FHY3/FAR1作为水杨酸介导防御的负调控因子。同时，FHY3与FAR1直接激活MIPS1促进肌醇合成，参与氧化胁迫保护。
3.6 ABA信号与非生物胁迫响应
FHY3与FAR1是光信号与ABA响应的关键交汇点。它们直接结合ABA信号通路核心转录调控因子ABA INSENSITIVE 5（ABI5）的启动子并激活其表达。缺失FHY3或FAR1会削弱ABA响应，突变体气孔关闭对ABA敏感性降低、气孔开度增大、蒸腾失水加快、干旱敏感性增强。FHY3与FAR1本身也对ABA及非生物胁迫条件产生表达响应，表明其参与胁迫相关信号网络，作为信号整合因子正调控ABA介导的干旱响应。
3.7 独脚金内酯信号
FHY3与FAR1是光质与独脚金内酯（SL）信号调控分枝的核心整合因子。SL通路中TCP转录因子BRC1是腋芽伸长的核心抑制因子。FHY3与FAR1通过双重机制调控该通路：一方面直接与SPL9及SPL15互作，抑制其对BRC1的转录激活，从而解除分枝抑制；另一方面直接促进SL信号主要抑制因子SMXL6与SMXL7的表达，进一步促进腋芽伸长。模拟遮阴条件下FHY3蛋白丰度下降，导致BRC1激活增强及SMXL6/7表达降低，进而加强SL介导的分枝抑制，解释了遮阴逃避过程中侧枝减少的分子机制。
3.8 叶片衰老
叶片衰老受发育年龄、环境信号与植物激素通路协同调控，FHY3与FAR1是其起始的重要负调控因子。在发育中的绿叶中，FHY3丰度足以拮抗EIN3与PIF5在ORE1启动子上的活性，抑制这一衰老核心正调控因子的表达。随着叶片衰老或长期黑暗处理，FHY3与FAR1丰度逐渐降低，解除该抑制，允许EIN3与PIF5促进ORE1表达及衰老进程。此外，FHY3直接抑制WRKY28，限制WRKY28依赖的SID2/ICS1激活及水杨酸合成通路。综上，FHY3与FAR1整合光与年龄相关信息，延缓叶片衰老至合适发育阶段。
3.9 种子休眠与萌发
FHY3在种子休眠与萌发调控中发挥核心作用，连接光感知与激素控制通路。FHY3在体内外均与phyB物理互作，并通过结合FBS直接调控RVE2、RVE7及SPATULA（SPT）的表达。这些下游调控因子进而影响赤霉素合成关键基因GA3ox2的表达，形成phyB-FHY3-RVE2/RVE7/SPT-GA3ox2调控级联促进光诱导萌发。近期研究进一步表明，FHY3通过调控乙烯合成参与休眠释放：FHY3直接激活ACC OXIDASE 1（ACO1），催化ACC转化为乙烯，连接光信号与吸胀种子的乙烯生成。
3.10 淀粉代谢与磷稳态
淀粉合成与降解与光暗周期紧密偶联，FHY3与FAR1通过连接光信号与碳水化合物代谢参与该调控。二者正调控异淀粉酶型脱支酶复合体组分编码基因ISOAMYLASE 2（ISA2），fhy3 far1双突变体淀粉积累减少且颗粒形态异常。该过程受己糖激酶1（HXK1）依赖的糖感知影响，实现光与糖状态整合以精细调控碳储存。此外，FHY3与FAR1还直接参与磷稳态调控，通过结合磷饥饿响应核心转录调控因子PHOSPHATE STARVATION RESPONSE 1（PHR1）的启动子调控其表达。在PHR1启动子上，FHY3、FAR1、HY5与EIN3形成多层调控模块，其中FHY3、FAR1与EIN3为激活因子，HY5为抑制因子，帮助植物在光条件与营养可利用状态下协调磷获取。
3.11 花分生组织确定性
FHY3还参与花分生组织确定性调控，通过协同调控干细胞维持与花器官特征基因实现。FHY3直接抑制编码限制干细胞增殖信号肽的CLAVATA3（CLV3），同时激活花器官特征与分生组织确定性所需的MADS-box基因SEPALLATA 2（SEP2），通过该双重调控促进从无限分生组织活性向确定性花发育的转变。遗传分析显示FAR1在该过程中作用弱于FHY3，提示这两个旁系同源蛋白除光信号共享功能外还存在功能分化。
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拟南芥其他FRS与FRF家族成员的功能分化
4.1 亚组I成员：FRS1、FRS2与FRS4
三者均具有与FHY3/FAR1相同的经典三结构域架构。其中FRS4功能研究最充分，通过与FHY3在ARC5启动子上的协同作用参与叶绿体分裂调控。FRS1与FRS2表达与FHY3/FAR1重叠，提示可能在光调控发育中存在冗余或情境依赖性功能，但其特异性下游靶点尚未鉴定。
4.2 抑制型调控因子：FRS7与FRS12
与激活型成员不同，FRS7与FRS12作为转录抑制因子构成独立调控分支，参与生长与开花控制。二者形成抑制复合物，通过抑制GIGANTEA（GI）与PIF4的表达负调控开花时间。frs7 frs12双突变体在短日照下开花早于野生型，且下胚轴伸长，反映光周期生长与发育计时的去抑制。FRS7发挥主导作用，FRS12为部分冗余旁系同源蛋白。机制上，FRS7/FRS12复合物招募共抑制因子NINJA介导转录沉默。
4.3 与信号串扰相关的特化成员：FRS3、FRS5与FRS9
该类群证据主要来自分子互作数据。FRS3通过与茉莉酸信号抑制因子JAZ3及GATA家族转录因子ZML2的关联，可能参与光信号与茉莉酸通路间的串扰。FRS9结构独特，完全缺失FAR1结构域，被认为可能依赖蛋白互作而非直接启动子结合发挥非经典调控作用。
4.4 验证有限的激活型成员：FRS6、FRS8、FRS10与FRS11
FRS6与FRS8属亚组II，具有全长FRS蛋白的典型结构域组织，被推定为转录激活因子。frs6与frs8 T-DNA插入突变体均表现早花表型，提示其参与光周期介导的开花抑制。FRS10与FRS11属亚组V，目前对其分子互作、转录靶点及功能表型了解有限，其基因组留存提示可能存在未被标准发育检测捕获的特殊功能。
4.5 FRF亚组的截短型调控因子
FRF亚组包括FRF1至FRF4，仅保留部分FAR1相关区域，缺失全长FRS蛋白的转座酶与SWIM结构域，不具经典转录激活功能。其被认为通过竞争性结合含FBS启动子但不支持转录激活，从而减弱FHY3/FAR1依赖的转录，类似显性负调控模式，为家族活动提供缓冲或限制性调控层。
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植物物种间FHY3/FAR1基因家族的保守与分化
5.1 单子叶植物
玉米中鉴定到约15个ZmFARL基因，表达分析提示部分成员参与花序与籽粒发育。后续全基因组调查报道玉米含24个FHY3/FAR1成员，差异源于筛选标准与统计策略不同。禾本科植物间拷贝数差异显著，水稻12个、玉米24个、高粱14个，提示该家族在被子植物中保守但经历谱系特异性扩张与收缩。功能保守性得到跨物种互补实验支持：水稻FHY1-like蛋白可互补拟南芥fhy1突变体。大麦FRF亚家族成员HvFRF9为干旱响应基因，提示截短型调控因子也参与单子叶作物胁迫适应。石斛属基因组中FAR1/FRS谱系显著扩张，平均含51个同源基因，个别物种可达155个，推测有助于适应富含远红光的荫生附生环境。
5.2 双子叶植物
双子叶植物中该家族普遍扩张且功能分化显著。大豆鉴定到49个GmFRS基因，分为7个系统发育亚组。藜麦为异源四倍体，含87个CqFAR1基因，与多倍化推动扩张一致。人参59个PgFAR1基因中多个响应茉莉酸甲酯处理，提示可能参与激素调控与次生代谢。甘蓝型油菜虽为异源四倍体，但仅鉴定到21个BnFAR1基因，提示多倍化后可能发生有限扩张或基因丢失。茶树中鉴定到25个CsFHY3/FAR1基因，低温胁迫下多数下调，部分响应茉莉酸甲酯或遮阴处理。杨树含51个家族成员，全基因组与局部复制事件贡献其扩张。刺五加中4个家族成员预测结合法尼基焦磷酸合酶编码基因FPS启动子，并响应光质变化，提示与三萜皂苷合成相关。番茄SlFHY3与SlHY5协同通过肌醇与光信号整合增强耐寒性。巨桉33个家族成员多响应盐与温度胁迫。核桃、马铃薯、葡萄与花生基因组研究均证实该家族在双子叶植物中广泛分布并存在谱系特异性变异。比较显示双子叶基因组拷贝数变异更大，近期扩增模式更强，而单子叶除个别谱系外相对保守，提示多倍化、染色体动态、生态压力与重复基因留存差异共同塑造家族规模。
5.3 早期陆生植物与更广进化意义
FHY3/FAR1相关家族并不限于被子植物，比较转录因子分析将其鉴定为陆生植物相关家族。比较分析推断苔藓中存在该类调控组分，支持其起源古老。更广泛重注释工作也证实该MULE起源调控家族在多植物谱系中保留并发生结构多样化。总体而言，该家族在被子植物中保守，同时具有更深起源与广泛的谱系特异性分化，其保守结构域与系统发育聚类支持祖先转录调控框架的保留，而拷贝数、染色体分布、复制历史与表达谱差异则暗示基因复制后的反复功能特化。
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展望
6.1 FHY3/FAR1功能的整合视角
FAR1与FHY3已从phyA信号的特殊组分被重新认识为连接光感知、植物发育与环境适应的核心调控因子。其功能覆盖叶绿体发育、碳代谢、开花、分枝、种子休眠与萌发、叶片衰老、免疫及非生物胁迫响应，表明其为转录枢纽而非单一线性通路组分。这种整合作用依赖于FBS基序识别、通路特异性转录伙伴互作及信号依赖的蛋白丰度与翻译后状态调控。该家族的进化起源是其显著特征之一：起源于MULE转座酶，是转座元件外化作用的经典案例。分子驯化过程中，转座所需催化活性丧失，而序列特异性DNA结合功能被保留或重塑用于识别宿主顺式调控元件，由N端FAR1结构域介导。这一进化转变展示了植物基因组如何将可移动元件转化为稳定调控组分。FHY3/FAR1的作用机制可结合近期转录因子模型理解：N端FAR1结构域介导DNA结合，中央区域参与二聚化或蛋白互作，C端含SWIM区域为转录激活所必需。新兴概念认为转录特异性常来自结构域DNA结合与固有无序区域（IDRs）介导的瞬时多价互作的共同作用。UniProt注释提示多个家族蛋白含预测固有无序区域，其广泛互作网络也与染色质相关调控复合体的局域组装一致。该模型或可解释截短家族成员的功能分化。FHY3/FAR1作为系统整合因子，通过与HY5、PIFs、EIN3、SPLs及TOC1等调控因子的互作，连接光信号、生物钟、激素通路、发育计时与胁迫适应。
6.2 知识缺口与未来方向
目前对该家族整体功能认知仍有限，拟南芥中FRS6、FRS8、FRS9、FRS10与FRS11功能研究不足，FRF家族也缺乏更强遗传与生化证据。FHY3/FAR1的翻译后调控解析不足，其蛋白丰度与活性的动态变化、磷酸化、泛素化及蛋白酶体周转机制尚不清楚，尤其是衰老或遮阴条件下蛋白丰度下降的机制亟待阐明。植物中的研究虽快速扩展，但多为描述性工作，全基因组调查虽证实家族广泛保守且常扩张，但通过反向遗传学、基因组编辑与生理分析的功能验证仍有限。家族扩张动力学多为推论而缺乏实验检验，重复成员是否获得新功能、分配祖先功能或提供剂量缓冲仍不清楚。未来研究应从基因清单转向动态调控分析，ChIP-seq与DAP-seq对定义直接靶点至关重要，结合转录组、蛋白组与表观基因组分析可区分初级与下游响应。单细胞与空间蛋白组将提供超越批量转录组的分辨率。结构与生物物理研究可检验新兴特异性框架是否适用于该类蛋白。功能冗余将是核心障碍，多倍体CRISPR/Cas9策略对解析冗余亚支至关重要，顺式调控编辑或可精细调控FHY3/FAR1活性以避免组成型过表达或完全敲除的pleiotropic代价。该家族的模块化转座酶起源特性也为植物合成转录因子设计提供可能。下一阶段研究需整合进化分析、机制研究、功能基因组学、基因组编辑与植物生理学，阐明家族成员如何获得功能特异性、如何在调控网络中协同作用，以及如何利用其活性改良植物以适应变化的环境条件。
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结论
FHY3/FAR1蛋白展示了转座酶起源因子如何被驯化为植物转录调控因子。现有证据表明该家族在被子植物中广泛保守，参与光信号、发育、胁迫响应、激素通路及特化代谢。未来研究应优先开展直接功能验证、调控靶点鉴定及家族特异性转录调控机制分析，以阐明FHY3/FAR1家族成员如何实现调控特异性，并支撑其在植物改良与代谢工程中的应用。
